WWW.BOOK.LIB-I.RU
БЕСПЛАТНАЯ  ИНТЕРНЕТ  БИБЛИОТЕКА - Электронные ресурсы
 
s

Pages:     | 1 | 2 ||

«РАННИЕ МОЛЕКУЛЯРНЫЕ И КЛЕТОЧНЫЕ СОБЫТИЯ ФОРМИРОВАНИЯ МЕЗОДЕРМЫ У НЕРЕИДНЫХ ПОЛИХЕТ ...»

-- [ Страница 3 ] --

В соответствии с широко распространенным мнением, внешняя метамеризация ларвальной мезодермы у большинства полихет наступает очень поздно в личиночном развитии, а у некоторых может и вовсе отсутствовать (Беклемишев, 1964). Данный факт трактуется многими морфологами как рекапитуляция событий филогенеза, приведших к возникновению метамерии у аннелид вообще. Согласно этой точке зрения (Hyman, 1951; Догель, 1954; Беклемишев, 1964; Иванов, 1968; Миничев, Бубко, 1990; ИвановаКазас, 1995) метамерия аннелид (и всех Bilateria) возникла путем метамерной дифференцировки первоначально однородного тела. Ряд авторов также допускает, что целомическая система у трохофорных животных появилась в филогенезе поздно, неоднократно и независимо в разных группах. Кроме того, приверженцы этой гипотезы склонны выводить разные ветви Bilateria от разных предков, то есть признают полифилию билатерально-симметричных животных.

Рис. 57. Появление Bilateria от радиально-симметричного предка согласно архицеломатным гипотезам (по Малахову, 2004). А–Г – эволюционные преобразования плана строения тела, вид с оральной (А) или вентральной (Б–Г) стороны. В результате амфистомного закрытия бластопора и энтероцельного вычленения мезодермы (Б, В) сформировались рот (1), анус (2) и 3 целомических мешка (I – предротовой целом (протоцель), II – околоротовой целом (мезоцель), III – туловищный целом (метацель)). Г

– утрата прото- и мезоцеля у некоторых Spiralia. Д, Е – внешний вид Urbilateria – гипотетического предка билатеральных животных.

В последние десятилетия, с развитием новых эволюционных концепций, учитывающих данные биологии развития и молекулярной филогении, приоритет во мнениях о происхождении билатеральных животных кардинально изменился.

Заслуженное признание получили идеи целого ряда исследователей прошлого и позапрошлого веков (Metschnikoff, 1874; Sedgwick, 1884; Snodgrass, 1938; Remane, 1950). В соответствии с так называемыми архицеломатными (“энтероцельными”, “цикломерными”, “метамерными”) гипотезами, Bilateria произошли от предков, похожих на многолучевые кораллы, у которых кишечная полость была поделена на некоторое число камер перегородками-септами. Эти гастральные карманы дали начало целомическим мешкам, а оральный полюс в результате амфистомного закрытия бластопора был преобразован в брюшную поверхность тела (Рис. 57). Таким образом, круговое расположение камер кишечной полости (цикломерия) у радиальносимметричных форм превратилось в метамерию первичных Bilateria. Согласно взглядам сторонников этих концепций, общий предок всех билатеральных животных (Urbilateria) обладал не только целомом, но и был сегментированным.

Эти гипотезы поддерживаются как данными палеонтологии, так и характером экспрессии ряда консервативных генов у представителей разных ветвей Bilateria (Малахов, 2004; De Robertis, 2008; Arendt et al., 2016). Кроме того, целый ряд примитивных черт Urbilateria сохранился у нереидных полихет. В связи с этим, наши данные о развитии мезодермы у A. virens чрезвычайно ценны для реконструкции общего предка Bilateria. По нашему мнению, циркумбластопоральная закладка и ранняя метамеризация мезодермы нереид отражает эволюционную историю формирования третьего зародышевого листка и подтверждает, что Urbilateria уже имел сегментированный целом (Козин и др., 2016; Kozin et al., 2016).

Важные замечания можно сделать о предполагаемых направлениях эволюции мезодермального зачатка в пределах типа Annelida. Факт ранней метамеризации МП А.





virens и отсутствие явного эффекта ингибитора MAPK, применяемого после формирования 4d, хотя и не говорят об абсолютной автономности морфогенеза МП, но указывают на такую возможность. Можно предположить, что если энтомезодерма предков клителлят находилась в состоянии, подобном тому, что наблюдается у нереид, то это явилось важной предпосылкой для появления весьма специфичного телобластического способа образования мезодермы и автономного механизма ее сегментации, которые существуют у современных олигохет и пиявок. Безусловно, дальнейшее изучение молекулярных основ метамеризации МП у различных групп аннелид поможет объяснить ярко выраженную вариабельность (см. раздел 1.2.1) телобластического морфогенеза мезодермы.

4.4. Роль МАР-киназного сигналинга в формировании мезодермы По полученным данным можно судить, что сигналинг посредством МАР-киназы играет важную роль в раннем развитии А. virens. Выявленный паттерн активности МАРК разительно отличается от такового у других представителей Spiralia (см. раздел 1.2.2). У моллюсков с гомоквадрантным спиральным дроблением Erk1/2 активируется в бластомере 3D во время его спецификации (Lartillot et al., 2002b; Lambert, Nagy, 2003;

Koop et al., 2007; Козин и др., 2013). Это коррелирует с известным фактом зависимой спецификации дорсального макромера-организатора 3D с помощью исходящего от микромеров индуктивного сигнала. Есть основания полагать, что МАРК является медиатором этих межклеточных взаимодействий (Lambert, Nagy, 2003). У единственного специально исследованного вида моллюсков с гетероквадрантным дроблением – Ilyanassa – Erk1/2 также активируется в 3D, но этот процесс основан на содержащихся в полярной лопасти материнских детерминантах (Lambert, Nagy, 2001).

Соответственно, либо МАРК у Ilyanassa может работать в 3D в автономном режиме, либо унаследованный материал полярной лопасти обеспечивает компетенцию к восприятию возможных внешних стимулов.

Нам удалось выявить как минимум два периода неравномерного распределения киназы dpErk1/2 во время дробления А. virens (4-й и 6 –7-й клеточные циклы), что указывает на ее специфическое участие в морфогенетических процессах (Козин и др., 2015; Козин, Костюченко, 2016; Kozin et al., 2016). На восьмиклеточной стадии (завершение 4-го клеточного цикла) сигнал приурочен к дорсальным бластомерам 1с, 1d и 1D. Известно, что именно эти клетки делятся несколько быстрее (Дондуа, Федерова, 1981). При исследовании дробления нереиды P. dumerilii было установлено, что короткий клеточный цикл коррелирует с высоким абсолютным содержанием свободной от желтка цитоплазмы (Dorresteijn, 1990). Особенно ярко эта зависимость проявляется на примере бластомеров 1с, 1d и 1D. Таким образом, локальная активность МАРК может отражать существование сигнального центра на дорсальной стороне раннего зародыша нереид, который, вероятно, влияет на регуляцию эмбрионального клеточного цикла. Возможным механизмом создания этого центра является ооплазматическая сегрегация, благодаря которой уже на четырехклеточной стадии происходит детерминация переднезадней оси (Костюченко, Дондуа, 2000).

Последующее радиально симметричное распределение dpErk1/2 по всем 12-ти микромерам зародыша А. virens на 16-ти клеточной стадии связано либо с всесторонним распространением индуктивного сигнала с дорсальной стороны, либо с повсеместно генерируемым сигналом. Тем не менее, в вегетативных макромерах этот гипотетический сигнал блокируется или недостаточен для активации МАРК. Позднее анимальные микромеры переходят к митозу и временно теряют dpErk1/2, но сигналинг возобновляется у них в интерфазе следующего (6-го) клеточного цикла. Описанная картина напоминает ситуацию гастроподы Crepidula, для которой характерен гомоквадрантный тип спирального развития, хотя и имеется миниатюрная полярная лопасть. У Crepidula активация МАРК происходит на 16-ти клеточной стадии в четырех анимальных микромерах 1q1 (Henry, Perry, 2008). При подавлении сигналинга МАРкиназы именно на этой и немного более продвинутой стадии утрачивается спецификация большинства клеточных типов и дорсовентральной оси. Вероятно, общность распределения dpErk1/2 в анимальных бластомерах у A. virens и Crepidula является весьма древним признаком, чьи регуляция и функциональная значимость быстро эволюционировали, вплоть до полной утраты у видов с гомоквадрантным дроблением.

Второй период с выраженной дорсовентральной полярностью в распределении активной формы Erk1/2 наступает со стадии 17-ти бластомеров (после деления макромера 2D на 3d и 3D и начала 6-го клеточного цикла). 3D долгое время остается единственным макромером с активированным каскадом МАРК. Это сближает паттерны активности МАРК у зародышей A. virens и всех исследованных моллюсков. Таким образом, почти универсальная для спиралий активация МАР-киназного сигналинга в макромере 3D, что неразрывно связано с запуском эмбрионального организатора у моллюсков, представляет собой консервативную черту спецификации этой мезэнтодермальной клетки-предшественника. Наличие раннего периода активности МАРК у A. virens можно интерпретировать как акселерацию определения квадранта D при гетероквадрантном спиральном дроблении.

Особый интерес вызывает то обстоятельство, что ни у одной из ранее изученных аннелид активность МАРК не была показана в макромере D квадранта и в клетках, обладающих свойствами организатора (см. раздел 1.2.2). Объяснением тому может служить характерное для аннелид разнообразие, проявляемое в их морфологии, генетике и онтогенетической пластичности. Тогда следует признать, что утрата dpErk1/2 из линии D представляет альтернативный механизм функционирования эмбрионального организатора у аннелид. Однако нельзя исключить и технической причины разночтений в независимо полученных результатах, возникших в связи с особенностями работы различных использованных антител на разных объектах. В любом случае, для надежного установления закономерностей предстоит проверить еще немалое количество видов аннелид на предмет конкретных путей межклеточных взаимодействий в эмбриогенезе.

Функциональная значимость ранней активации МАРК у A. virens была исследована с помощью ингибитора U0126. Наибольший эффект наблюдался при воздействии ингибитора до формирования соматобласта 4d. Касательно развития мезодермы подавление МАРК оказало отсроченный эффект на морфогенез МП, причем молекулярные признаки ее спецификации не были утрачены (Kozin, Kostyuchenko, 2012; Козин и др., 2015; Козин, Костюченко, 2016; Kozin et al., 2016).

Сходные нарушения организации МП наблюдаются после инкубации в U0126 и у P.

dumerilii (Козин, Костюченко, 2009). Теоретически можно предположить, что МАРкиназный сигналинг у нереид 1) участвует в паттернировании всего зародыша, что необходимо для инструктивной регуляции морфогенеза МП извне или 2) обеспечивает определенные компетенции самой энтомезодермы. По мнению автора более вероятен второй сценарий.

Энтомезодерма нереид сегрегируется от макромеров линии D в ряду делений клеток 1D, 2D, и, наконец, 3D. С этим согласуется, что 1D и 3D являются единственными макромерами с ранней активностью Erk1/2. У хордовых МАРК-зависимый FGF сигналинг имеет консервативную функцию непосредственной спецификации презумптивной мезодермы. Так, у позвоночных путь FGF-МАРК действует в качестве фактора компетенции (Bttcher, Niehrs, 2005). Он необходим для восприятия индуктивного сигнала TGF- и для дальнейшего поддержания спецификации мезодермы. Ингибирование FGF сигналинга на разных уровнях, включая МАРкиназный, например, у зародышей Xenopus подавляет экспрессию мезодермальных маркеров и полностью блокирует формирование туловищной и хвостовой мезодермы (Amaya et al., 1991; Whitman, Melton, 1992; Gupta, Mayer, 1998). МАР-киназная ветвь FGF сигналинга также критически важна для индукции мезодермы в раннем развитии полухордовых (Green et al., 2013). Примечательно, что более поздняя роль FGF сигналинга в гаструляционном морфогенезе мезодермы (ее интернализация и миграция) осуществляется МАРК-независимо у хордовых и насекомых (Ciruna, Rossant, 2001; Heisenberg, Solnica-Krezel, 2008); ингибирование МАРК во время гаструляции у аннелид также не нарушает формирование МП. Таким образом, автор склонен считать, что именно линия квадранта D у A. virens является наиболее важным эффектором МАРК при регуляции развития мезодермы (Козин и др., 2015; Козин, Костюченко, 2016;

Kozin et al., 2016).

В эмбриогенезе оболочников МАРК-зависимый FGF сигналинг вовлечен в индукцию почти всех мезодермальных клеточных судеб (Kim, Nishida, 2001; Kumano, Nishida, 2007). В частности для спецификации клеток хорды наиболее значимым временем активности МАРК является 5-й клеточный цикл, после завершения которого и обособляется чисто хордальная клеточная линия. Сходным образом критический период действия МАРК у A. virens длится до момента формирования собственно линии энтомезодермы – соматобласта 4d. Тем не менее, подавление этого сигнального пути у A. virens не ведет к потере мезодермальной идентичности, что подразумевает большую автономность развития этого зародышевого листка или наличие других, не столь консервативных и не выявленных пока у Spiralia механизмов межклеточной коммуникации. Очевидное разнообразие функций МАРК у спиралий, выясненных к настоящему времени, в том числе в наших работах (Рис. 58), делает эту научную тему еще более интересной для Evo-Devo, поскольку ставит все новые вопросы и требует объяснения в эволюционном аспекте.

Рис. 58. Участие МАР-киназного сигналинга в спецификации и морфогенезе мезодермы у A. virens (верхний ряд контуров), I. obsoleta (средний ряд) и T. testudinalis (нижний ряд). Левый столбец – события в анимальных микромерах, правый столбец – макромеры квадранта D. Активность МАРК показана зеленой заливкой, детерминанты материнского происхождения – голубой. Короткие черные стрелки показывают предполагаемые пути трансдукции сигнала, пунктирные стрелки – возможные, но не выявленные пока причинно-следственные связи, цветные стрелки – показанные эффекты МАРК.

Выводы

1. Avi-twist и Avi-mox являются наиболее тканеспецифичными из известных ранних маркеров мезодермальных клеток у зародышей и личинок A. virens. Экспрессия этих генов в энтомезодерме имеет метамерный характер, что, вместе с циркумбластопоральной активностью Avi-twist во время гаструляции, является эволюционно древней чертой развития мезодермы.

2. Гены Avi-vasa, Avi-pl10, Avi-piwi1 и Avi-piwi2 дифференциально экспрессируются в клетках разных зародышевых листков, вовлеченных в активные морфогенетические процессы. Наиболее интенсивная и продолжительная экспрессия в тканях мезодермальной природы указывает на их малодифференцированное состояние вплоть до продвинутых личиночных стадий.

3. Картина сложного сочетания доменов экспрессии Avi-twist, Avi-mox, Avi-evx, Avivasa, Avi-pl10, Avi-piwi1, Avi-piwi2 отражает раннюю гетерогенность недифференцированных мезодермальных полосок. Такой молекулярный профиль может служить основой для дальнейшей сегрегации мезодермальных производных.

4. Во время дробления МАР-киназный сигналинг у A. virens необходим для реализации нормального морфогенеза энтомезодермы, но не детерминирует ее спецификацию и паттернирование.

5. Структурно-функциональная организация и филогенетическое положение гомологов генов Twist, Mox, Evx, Vasa, PL10, Piwi у A. virens и P. dumerilii свидетельствует о малой степени дивергенции их последовательностей и сохранении анцестральных черт в генетическом аппарате нереид.

6. Доставка искусственных генетических репортерных конструкций в геном P.

dumerilii с помощью транспозона Mos1 малоэффективна, поскольку вырезание трансгена из донорного вектора и его встраивание в гДНК клеток зародыша осуществляется в неканонической нерегулярной манере.

7. Трансгенез на основе рекомбинантных BAC и мутагенез посредством сайтспецифических нуклеаз TALEN являются перспективными методами прижизненного и функционального анализа регуляторов развития нереид (в частности мезодермального фактора Twist).

Благодарности Я выражаю глубочайшую благодарность своему научному руководитель и учителю – Роману Петровичу Костюченко. Только под началом такого принципиального и профессионального эмбриолога моя работа смогла достичь желаемого качества, полноты и глубины анализа. Многое еще хотелось бы сделать и, я надеюсь, будет сделано при нашем дальнейшем сотрудничестве, ведь то целенаправленное непреклонное стремление к поиску истины, которое заложил в мой онтогенез Роман Петрович останется навсегда. Я не устану говорить спасибо за ценные советы, всестороннюю помощь в экспериментальной, аналитической работе и материально-техническом ее обеспечении. Не может остаться без внимания и искренняя критика моего начальника, которая даже если не была сразу воспринята по достоинству, все же возымела благотворное влияние на мою работу. Я благодарен за чуткое и доброжелательное отношение, потраченное время, нервы и силы руководителя за все годы моего пребывания на кафедре эмбриологии.

Всем коллегам – сотрудникам, студентам и аспирантам кафедры я благодарен за дружескую атмосферу нашего коллектива. Идеи и результаты всегда было с кем обсудить и подискутировать. Я особенно признателен преподавателям кафедры эмбриологии СПбГУ, у которых я имел честь учиться – А.К. Дондуа, А.В. Ересковскому, В.И. Ефремову, С.М. Ефремовой, Е.Л. Гонобоблевой и многим другим. Именно их самоотверженный труд, преданность науке и педагогический талант наделили меня мировоззрением эмбриолога и экспериментатора.

Хотелось бы сердечно поблагодарить Флориана Райбле, руководителя научной группы в МФПЛ Университета Вены. Представленная им возможность продолжительной стажировке в зарубежной лаборатории обеспечила мой многократный профессиональный рост и существенный прогресс данной работы.

Herzlichen Dank, Dr. Raible! Я признателен всем соратникам по МФПЛ, в особенности – Б.Бэкфишу и Е.Шимановской, помощь которых и словом и делом я никогда не забуду.

Наконец, я говорю огромное спасибо моим родным. Без поддержки семьи моя исследовательская работа не получила бы серьезного развития. Спасибо, мама, что верила в меня и всегда помогала двигаться в правильном направлении! Благодарю супругу, вдохновляющую меня во всех начинаниях и дающую опору по жизни.

Данная работа была бы невозможна без высококлассного материальнотехнического обеспечения. Я благодарен сотрудникам и организаторам ресурсных центров СПбГУ (РЦ РМиКТ и РЦ Хромас), а также всем универсантам, работающим на Морской биологической станции СПбГУ на о. Средний в Белом море и поддерживающим станцию на плаву. Мои исследования были профинансированы грантами СПбГУ (1.38.209.2014) и РФФИ (12-04-09366-моб_з, 16-34-00472-мол_а), за что я искренне благодарен экспертам и руководству.

Литература

1. Беклемишев В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. Том

1. Проморфология. М.: Наука, 1964. 432 c.

2. Догель В.А. Олигомеризация гомологичных органов как один из главных путей эволюции животных. Ленинград: Изд-во ЛГУ, 1954. 368 c.

3. Дондуа А.К. Влияние актиномицина Д и сибиромицина на эмбриональное и личиночное развитие Nereis virens (Sars.) // Онтогенез. 1975. 6. № 5.

475–484.

4. Дондуа А.К. Биология развития. Том 2. Клеточные и молекулярные аспекты индивидуального развития. Санкт-Петербург: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2005.

239 c.

5. Дондуа А.К., Федерова Ж.Е. Клеточные циклы на разных этапах эмбрионального и личиночного развития Nereis virens Sars // Онтогенез. 1981. 12. № 6.

547–554.

6. Иванов А.В. Происхождение многоклеточных животных.

Филогенетические очерки. Ленинград: Наука, 1968. 287 c.

7. Иванов П.П. Первичная и вторичная метамерия тела // Журнал Общей Биологии. 1944. 5. № 2. 61–95.

8. Иванова-Казас О.М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. Простейшие и низшие многоклеточные. Новосибирск: Наука, 1975. 372 c.

9. Иванова-Казас О.М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. Трохофорные, щупальцевые, щетинкочелюстные, погонофоры. М.: Наука, 1977. 312 c.

10. Иванова-Казас О.М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. Иглокожие и полухордовые. М.: Наука, 1978. 163 c.

11. Иванова-Казас О.М. Эволюционная эмбриология животных. СанктПетербург: Наука, 1995. 565 c.

12. Исаева В.В., Шукалюк А.И., Ахмадиева А.В. Стволовые клетки беспозвоночных животных с репродуктивной стратегией, включающей бесполое размножение // Биология Моря. 2007. 33. № 1. 3–10.

13. Козин B.B. IV съезд Европейского общества эволюционной биологии развития: от Evo-Devo к новому эволюционному синтезу и широкомасштабному сравнительному анализу процессов развития // Онтогенез. 2013a. 44. № 2. 141–144.

14. Козин B.B. Современный этап в изучении развития и репродукции нереидных полихет – создание трансгенных и нокаутированных животных // Тезисы докладов Всероссийской конференции с международным участием «Эмбриональное развитие, морфогенез и эволюция». Санкт-Петербург: Изд-во ВВМ, 2013б. 63–64.

15. Козин В.В., Бабаханова Р.А., Костюченко Р.П. Участие МАР-киназного сигналинга в спецификации клеточных линий и дорсовентральной оси у примитивной гастроподы Testudinalia testudinalis (Patellogastropoda, Mollusca) // Онтогенез. 2013. 44.

№ 1. 42–56.

16. Козин В.В., Гук Д.В., Филиппова Н.А., Костюченко Р.П. Спецификация и дифференциация мезодермы у нереидных полихет (Spiralia, Annelida) // III Всероссийская конференция с международным участием «Современные проблемы эволюционной морфологии животных». Санкт-Петербург: Изд-во ЛЕМА, 2016. 60–61.

17. Козин B.B., Костюченко Р.П. Формирование личиночной мезодермы у Nereis virens и Platynereis dumerilii (Polychaeta, Annelida) // Сборник тезисов Международной научной конференции «Каспар Фридрих Вольф и современная биология развития». Санкт-Петербург: Изд-во ВВМ, 2009. 39–42.

18. Козин B.B., Костюченко Р.П. Свидетельства мультипотентного состояния клеток зоны роста полихеты Nereis virens // Цитология. 2012. 54. № 4. 342–343.

19. Козин B.B., Костюченко Р.П. Эволюционный консерватизм и вариабельность развития мезодермы у Spiralia: неповторимый паттерн нереидных полихет // Известия РАН Серия Биологическая. 2016. № 3. 265–275.

20. Козин B.B., Филимонова Д.А., Костюченко Р.П. Морфогенетические процессы развития мезодермы у Spiralia: эволюционный консерватизм и вариации // Конференция «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии: устойчивость и вариабельность». Тезисы. Москва: Изд-во ПИН РАН, 2015. 28–29.

21. Козин В.В., Филиппова Н.А., Костюченко Р.П. Восстановление нервной и мышечной системы в ходе регенерации полихеты Alitta virens (Annelida: Nereididae) // Онтогенез. 2017. 48. В печати.

22. Костюченко Р.П. Процессы ооплазматической сегрегации и формирования клеточной линии трохобластов в раннем развитии Nereis virens // Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. СанктПетербург, 1999. 129 с.

23. Костюченко Р.П., Дондуа А.К. Ооплазматическая сегрегация и формирование морфологических осей зародыша полихеты Nereis virens // Онтогенез.

2000. 31. № 2. 120–131.

24. Костюченко Р.П., Дондуа А.К. Закономерности формирования прототроха в эмбриональном развитии полихеты Nereis virens // Онтогенез. 2006. 37. № 2. 91–99.

25. Костюченко Р.П., Козин В.В., Купряшова Е.Е. Регенерация и бесполое размножение у аннелид: клетки, гены и эволюция // Известия РАН Серия Биологическая. 2016. № 3. 231–241.

26. Малахов В.В. Происхождение билатерально-симметричных животных (Bilateria) // Журнал Общей Биологии. 2004. 65. № 5. 371–388.

27. Миничев Ю.С., Бубко О.В. К построению системы кольчатых червей // Многощетинковые Черви И Их Экологическое Значение. 1990. 52–59.

28. Abmayr S.M., Keller C.A. Drosophila Myogenesis and insights into the Role of nautilus // Curr. Top. Dev. Biol. 1997. 38. 35–80.

29. Ackermann C., Dorresteijn A., Fischer A. Clonal domains in postlarval Platynereis dumerilii (Annelida: Polychaeta) // J. Morphol. 2005. 266. № 3. 258–280.

30. Ali A., Leclre L., Jager M., Dayraud C., Chang P., Le Guyader H., Quinnec E., Manuel M. Somatic stem cells express Piwi and Vasa genes in an adult ctenophore: Ancient association of “germline genes” with stemness // Dev. Biol. 2011. 350. № 1. 183–197.

31. Amaya E., Musci T.J., Kirschner M.W. Expression of a dominant negative mutant of the FGF receptor disrupts mesoderm formation in Xenopus embryos // Cell. 1991.

66. № 2. 257–270.

32. Amiel A.R., Henry J.Q., Seaver E.C. An organizing activity is required for head patterning and cell fate specification in the polychaete annelid Capitella teleta: New insights into cell–cell signaling in Lophotrochozoa // Dev. Biol. 2013. 379. № 1. 107–122.

33. Anderson D.T. The Embryology of the Polychaete Scoloplos armiger // J. Cell Sci. 1959. s3-100. № 49. 89–166.

34. Anderson D.T. Embryology and Phylogeny in Annelids and Arthropods. Oxford:

Pergamon Press, 1973. 495.

35. Andrikou C., Iovene E., Rizzo F., Oliveri P., Arnone M.I. Myogenesis in the sea urchin embryo: the molecular fingerprint of the myoblast precursors // EvoDevo. 2013. 4. № 1. 33.

36. Arenas-Mena C. Embryonic expression of HeFoxA1 and HeFoxA2 in an indirectly developing polychaete // Dev. Genes Evol. 2006. 216. № 11. 727–736.

37. Arenas-Mena C. Brachyury, Tbx2/3 and sall expression during embryogenesis of the indirectly developing polychaete Hydroides elegans // Int. J. Dev. Biol. 2013. 57. № 1.

73–83.

38. Arendt D. The evolution of cell types in animals: emerging principles from molecular studies // Nat. Rev. Genet. 2008. 9. № 11. 868–882.

39. Arendt D., Technau U., Wittbrodt J. Evolution of the bilaterian larval foregut // Nature. 2001. 409. № 6816. 81–85.

40. Arendt D., Tosches M.A., Marlow H. From nerve net to nerve ring, nerve cord and brain — evolution of the nervous system // Nat. Rev. Neurosci. 2016. 17. № 1. 61–72.

41. Astrow S.H., Holton B., Weisblat D.A. Teloplasm formation in a leech, Helobdella triserialis, is a microtubule-dependent process // Dev. Biol. 1989. 135. № 2. 306– 319.

42. Backfisch B. Regulatory tools and the characterization of insulinergic cells in the annelid Platynereis dumerilii // PhD Thesis. Vienna, 2013. 164.

43. Backfisch B., Kozin V.V., Kirchmaier S., Tessmar-Raible K., Raible F. Tools for Gene-Regulatory Analyses in the Marine Annelid Platynereis dumerilii // PLoS ONE. 2014. 9.

№ 4. e93076.

44. Backfisch B., Veedin Rajan V.B., Fischer R.M., Lohs C., Arboleda E., TessmarRaible K., Raible F. Stable transgenesis in the marine annelid Platynereis dumerilii sheds new light on photoreceptor evolution // Proc. Natl. Acad. Sci. 2013. 110. № 1. 193–198.

45. Ball E.E., Hayward D.C., Saint R., Miller D.J. A simple plan — cnidarians and the origins of developmental mechanisms // Nat. Rev. Genet. 2004. 5. № 8. 567–577.

46. Bannister S., Antonova O., Polo A., Lohs C., Hallay N., Valinciute A., Raible F., Tessmar-Raible K. TALENs Mediate Efficient and Heritable Mutation of Endogenous Genes in the Marine Annelid Platynereis dumerilii // Genetics. 2014. 197. № 1. 77–89.

47. Barnes R.M., Firulli A.B. A twist of insight - The role of Twist-family bHLH factors in development // Int. J. Dev. Biol. 2009. 53. № 7. 909–924.

48. Bartolomaeus T. On the ultrastructure of the coelomic lining in the Annelida, Sipuncula and Echiura // Microfauna Mar. 1994. 9. 171–220.

49. Bate M., Rushton E., Currie D.A. Cells with persistent twist expression are the embryonic precursors of adult muscles in Drosophila // Development. 1991. 113. № 1. 79– 89.

50. Baylies M.K., Bate M. twist: A Myogenic Switch in Drosophila // Science. 1996.

272. № 5267. 1481–1484.

51. Baylies M.K., Bate M., Gomez M.R. Myogenesis: A View from Drosophila // Cell. 1998. 93. № 6. 921–927.

52. Bayrakli F., Guclu B., Yakicier C., Balaban H., Kartal U., Erguner B., Sagiroglu M.S., Yuksel S., Ozturk A.R., Kazanci B., Ozum U., Kars H.Z. Mutation in MEOX1 gene causes a recessive Klippel-Feil syndrome subtype // BMC Genet. 2013. 14. № 1. 95.

53. Bentzinger C.F., Wang Y.X., Rudnicki M.A. Building Muscle: Molecular Regulation of Myogenesis // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2012. 4. № 2. a008342.

54. Blair S.S. Interactions between mesoderm and ectoderm in segment formation in the embryo of a glossiphoniid leech // Dev. Biol. 1982. 89. № 2. 389–396.

55. Bttcher R.T., Niehrs C. Fibroblast Growth Factor Signaling during Early Vertebrate Development // Endocr. Rev. 2005. 26. № 1. 63–77.

56. Boyer B.C., Henry J.Q., Martindale M.Q. Dual Origins of Mesoderm in a Basal Spiralian: Cell Lineage Analyses in the Polyclad Turbellarian Hoploplana inquilina // Dev. Biol.

1996. 179. № 2. 329–338.

57. Boyle M.J., Seaver E.C. Developmental expression of foxA and gata genes during gut formation in the polychaete annelid, Capitella sp. I // Evol. Dev. 2008. 10. № 1.

89–105.

58. Boyle M.J., Seaver E.C. Expression of FoxA and GATA transcription factors

correlates with regionalized gut development in two lophotrochozoan marine worms:

Chaetopterus (Annelida) and Themiste lageniformis (Sipuncula) // EvoDevo. 2010. 1. № 1. 2.

59. Boyle M.J., Yamaguchi E., Seaver E.C. Molecular conservation of metazoan gut formation: evidence from expression of endomesoderm genes in Capitella teleta (Annelida) // EvoDevo. 2014. 5. № 1. 39.

60. Brunet T., Bouclet A., Ahmadi P., Mitrossilis D., Driquez B., Brunet A.-C., Henry L., Serman F., Balle G., Mnager C., Dumas-Bouchiat F., Givord D., Yanicostas C., Le-Roy D., Dempsey N.M., Plessis A., Farge E. Evolutionary conservation of early mesoderm specification by mechanotransduction in Bilateria // Nat. Commun. 2013. 4.

61. Buckingham M., Rigby P.W.J. Gene Regulatory Networks and Transcriptional Mechanisms that Control Myogenesis // Dev. Cell. 2014. 28. № 3. 225–238.

62. Burton P.M. Insights from diploblasts; the evolution of mesoderm and muscle // J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev. Evol. 2008. 310B. № 1. 5–14.

63. Cai J., Jabs E.W. A twisted hand: bHLH protein phosphorylation and dimerization regulate limb development // BioEssays. 2005. 27. № 11. 1102–1106.

64. Candia A.F., Hu J., Crosby J., Lalley P.A., Noden D., Nadeau J.H., Wright C.V.

Mox-1 and Mox-2 define a novel homeobox gene subfamily and are differentially expressed during early mesodermal patterning in mouse embryos // Development. 1992. 116. № 4.

1123–1136.

65. Candia A.F., Wright C.V.E. The expression pattern of Xenopus Mox-2 implies a role in initial mesodermal differentiation // Mech. Dev. 1995. 52. № 1. 27–36.

66. Candia A.F., Wright C.V.E. Differential localization of Mox-1 and Mox-2 proteins indicates distinct roles during development // Int. J. Dev. Biol. 1996. 40. № 6. 1179– 1184.

67. Castanon I., Baylies M.K. A Twist in fate: evolutionary comparison of Twist structure and function // Gene. 2002. 287. № 1–2. 11–22.

68. Castanon I., Von Stetina S., Kass J., Baylies M.K. Dimerization partners determine the activity of the Twist bHLH protein during Drosophila mesoderm development // Development. 2001. 128. № 16. 3145–3159.

69. Cermak T., Doyle E.L., Christian M., Wang L., Zhang Y., Schmidt C., Baller J.A., Somia N.V., Bogdanove A.J., Voytas D.F. Efficient design and assembly of custom TALEN and other TAL effector-based constructs for DNA targeting // Nucleic Acids Res. 2011. 39. № 12.

e82–e82.

70. Chiang C., Patel N.H., Young K.E., Beachy P.A. The novel homeodomain gene buttonless specifies differentiation and axonal guidance functions of Drosophila dorsal median cells // Development. 1994. 120. № 12. 3581–3593.

71. Chiodin M., Achatz J.G., Wanninger A., Martinez P. Molecular architecture of muscles in an acoel and its evolutionary implications // J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev. Evol.

2011. 316B. № 6. 427–439.

72. Chiodin M., Brve A., Berezikov E., Ladurner P., Martinez P., Hejnol A.

Mesodermal Gene Expression in the Acoel Isodiametra pulchra Indicates a Low Number of Mesodermal Cell Types and the Endomesodermal Origin of the Gonads // PLoS ONE. 2013. 8.

№ 2. e55499.

73. Cho S.-J., Valles Y., Weisblat D.A. Differential Expression of Conserved Germ Line Markers and Delayed Segregation of Male and Female Primordial Germ Cells in a Hermaphrodite, the Leech Helobdella // Mol. Biol. Evol. 2014. 31. № 2. 341–354.

74. Christian M., Cermak T., Doyle E.L., Schmidt C., Zhang F., Hummel A., Bogdanove A.J., Voytas D.F. Targeting DNA Double-Strand Breaks with TAL Effector Nucleases // Genetics. 2010. 186. № 2. 757–761.

75. Ciglar L., Furlong E.E. Conservation and divergence in developmental networks: a view from Drosophila myogenesis // Curr. Opin. Cell Biol. 2009. 21. № 6. 754– 760.

76. Ciruna B., Rossant J. FGF Signaling Regulates Mesoderm Cell Fate Specification and Morphogenetic Movement at the Primitive Streak // Dev. Cell. 2001. 1. № 1. 37–49.

77. Clark I.B.N., Boyd J., Hamilton G., Finnegan D.J., Jarman A.P. D-six4 plays a key role in patterning cell identities deriving from the Drosophila mesoderm // Dev. Biol. 2006.

294. № 1. 220–231.

78. Clement A.C. Development of Ilyanassa following removal of the D macromere at successive cleavage stages // J. Exp. Zool. 1962. 149. № 3. 193–215.

79. Comai G., Tajbakhsh S. Chapter One - Molecular and Cellular Regulation of Skeletal Myogenesis // bHLH Transcription Factors in Development and Disease Current Topics in Developmental Biology. / R. Taneja. : Academic Press, 2014. 1–73.

80. Cordin O., Banroques J., Tanner N.K., Linder P. The DEAD-box protein family of RNA helicases // Gene. 2006. 367. 17–37.

81. Corsi A.K., Kostas S.A., Fire A., Krause M. Caenorhabditis elegans twist plays an essential role in non-striated muscle development // Development. 2000. 127. № 10. 2041– 2051.

82. Costello D.P. Experimental studies of germinal localization in Nereis. I. The development of isolated blastomeres // J. Exp. Zool. 1945. 100. № 1. 19–66.

83. Couso J.P. Segmentation, metamerism and the Cambrian explosion // Int. J.

Dev. Biol. 2009. 53. № 8-9–10. 1305–1316.

84. Cox D.N., Chao A., Baker J., Chang L., Qiao D., Lin H. A novel class of evolutionarily conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal // Genes Dev. 1998. 12. № 23. 3715–3727.

85. Cripps R.M., Black B.L., Zhao B., Lien C.-L., Schulz R.A., Olson E.N. The myogenic regulatory gene Mef2 is a direct target for transcriptional activation by Twist during Drosophila myogenesis // Genes Dev. 1998. 12. № 3. 422–434.

86. Csoka A.B., English S.B., Simkevich C.P., Ginzinger D.G., Butte A.J., Schatten G.P., Rothman F.G., Sedivy J.M. Genome-scale expression profiling of Hutchinson–Gilford progeria syndrome reveals widespread transcriptional misregulation leading to mesodermal/mesenchymal defects and accelerated atherosclerosis // Aging Cell. 2004. 3. № 4. 235–243.

87. Currie D.A., Bate M. The development of adult abdominal muscles in Drosophila: myoblasts express twist and are associated with nerves // Development. 1991.

113. № 1. 91–102.

88. Cuypers M.G., Trubitsyna M., Callow P., Forsyth V.T., Richardson J.M. Solution conformations of early intermediates in Mos1 transposition // Nucleic Acids Res. 2012.

gks1295.

89. Damen W.G.M. Evolutionary conservation and divergence of the segmentation process in arthropods // Dev. Dyn. 2007. 236. № 6. 1379–1391.

90. Davidson E.H. Gene Activity in Early Development. : Academic Press, 1976.

2nd. 468.

91. De Robertis E.M. Evo-Devo: Variations on Ancestral Themes // Cell. 2008. 132.

№ 2. 185–195.

92. Degnan B.M., Degnan S.M., Fentenany G., Morse D.E. A Mox homeobox gene in the gastropod mollusc Haliotis rufescens is differentially expressed during larval morphogenesis and metamorphosis // FEBS Lett. 1997. 411. № 1. 119–122.

93. Della Gaspera B., Armand A.-S., Lecolle S., Charbonnier F., Chanoine C. Mef2d Acts Upstream of Muscle Identity Genes and Couples Lateral Myogenesis to Dermomyotome Formation in Xenopus laevis // PLoS ONE. 2012. 7. № 12. e52359.

94. Denes A.S., Jkely G., Steinmetz P.R.H., Raible F., Snyman H., Prud’homme B., Ferrier D.E.K., Balavoine G., Arendt D. Molecular Architecture of Annelid Nerve Cord Supports Common Origin of Nervous System Centralization in Bilateria // Cell. 2007. 129. № 2. 277–288.

95. de Rosa R., Prud’homme B., Balavoine G. caudal and even-skipped in the annelid Platynereis dumerilii and the ancestry of posterior growth // Evol. Dev. 2005. 7. № 6.

574–587.

96. Dictus W.J.A.G., Damen P. Cell-lineage and clonal-contribution map of the trochophore larva of Patella vulgata (Mollusca) // Mech. Dev. 1997. 62. № 2. 213–226.

97. Dill K.K., Seaver E.C. Vasa and nanos are coexpressed in somatic and germ line tissue from early embryonic cleavage stages through adulthood in the polychaete Capitella sp. I // Dev. Genes Evol. 2008. 218. № 9. 453–463.

98. Dill K.K., Thamm K., Seaver E.C. Characterization of twist and snail gene expression during mesoderm and nervous system development in the polychaete annelid Capitella sp. I // Dev. Genes Evol. 2007. 217. № 6. 435–447.

99. Dondua A.K., Kostyuchenko R.P., Fedorova Z.E. Effects of some cytoskeleton inhibitors on ooplasmic segregation in the Nereis virens egg // Int. J. Dev. Biol. 1997. 41.

853–858.

100. Dorresteijn A.W.C. Quantitative analysis of cellular differentiation during early embryogenesis of Platynereis dumerilii // Rouxs Arch. Dev. Biol. 1990. 199. № 1. 14–30.

101. Douville J.M., Cheung D.Y.C., Herbert K.L., Moffatt T., Wigle J.T. Mechanisms of MEOX1 and MEOX2 Regulation of the Cyclin Dependent Kinase Inhibitors p21CIP1/WAF1 and p16INK4a in Vascular Endothelial Cells // PLoS ONE. 2011. 6. № 12. e29099.

102. Dunn E.F., Moy V.N., Angerer L.M., Angerer R.C., Morris R.L., Peterson K.J.

Molecular paleoecology: using gene regulatory analysis to address the origins of complex life cycles in the late Precambrian // Evol. Dev. 2007. 9. № 1. 10–24.

103. Ejsmont R.K., Sarov M., Winkler S., Lipinski K.A., Tomancak P. A toolkit for high-throughput, cross-species gene engineering in Drosophila // Nat. Methods. 2009. 6. № 6. 435–437.

104. Elgar S.J., Han J., Taylor M.V. mef2 activity levels differentially affect gene expression during Drosophila muscle development // Proc. Natl. Acad. Sci. 2008. 105. № 3.

918–923.

105. Enriquez J., Taffin M. de, Crozatier M., Vincent A., Dubois L. Combinatorial coding of Drosophila muscle shape by Collier and Nautilus // Dev. Biol. 2012. 363. № 1. 27– 39.

106. Ewen-Campen B., Schwager E.E., Extavour C.G.M. The molecular machinery of germ line specification // Mol. Reprod. Dev. 2009. 77. № 1. 3–18.

107. Extavour C.G., Akam M. Mechanisms of germ cell specification across the metazoans: epigenesis and preformation // Development. 2003. 130. № 24. 5869–5884.

108. Extavour C.G.M. Evolution of the bilaterian germ line: lineage origin and modulation of specification mechanisms // Integr. Comp. Biol. 2007. 47. № 5. 770–785.

109. Farooq M., Choi J., Seoane A.I., Lleras R.A., Tran H.V., Mandal S.A., Nelson C.L., Soto J.G. Identification of 3UTR sequence elements and a teloplasm localization motif sufficient for the localization of Hro-twist mRNA to the zygotic animal and vegetal poles // Dev. Growth Differ. 2012. 54. № 4. 519–534.

110. Ferrier D.E.K. Evolutionary crossroads in developmental biology: annelids // Development. 2012. 139. № 15. 2643–2653.

111. Firulli A.B., Conway S.J. Phosphoregulation of Twist1 provides a mechanism of cell fate control // Curr. Med. Chem. 2008. 15. № 25. 2641.

112. Fischer A. Reproductive and developmental phenomena in annelids: a source of exemplary research problems // Hydrobiologia. 1999. 402. № 0. 1–20.

113. Fischer A., Dorresteijn A. The polychaete Platynereis dumerilii (Annelida): a laboratory animal with spiralian cleavage, lifelong segment proliferation and a mixed benthic/pelagic life cycle // BioEssays. 2004. 26. № 3. 314–325.

114. Fischer A.H., Henrich T., Arendt D. The normal development of Platynereis dumerilii (Nereididae, Annelida) // Front. Zool. 2010. 7. № 1. 31.

115. Fischer A.H.L., Arendt D. Mesoteloblast-Like Mesodermal Stem Cells in the Polychaete Annelid Platynereis dumerilii (Nereididae) // J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev. Evol.

2013. 320. № 2. 94–104.

116. Fisher S.A., Siwik E., Branellec D., Walsh K., Watanabe M. Forced expression of the homeodomain protein Gax inhibits cardiomyocyte proliferation and perturbs heart morphogenesis // Development. 1997. 124. № 21. 4405–4413.

117. Frasch M., Hoey T., Rushlow C., Doyle H., Levine M. Characterization and localization of the even-skipped protein of Drosophila. // EMBO J. 1987. 6. № 3. 749–759.

118. Fukushige T., Brodigan T.M., Schriefer L.A., Waterston R.H., Krause M.

Defining the transcriptional redundancy of early bodywall muscle development in C. elegans:

evidence for a unified theory of animal muscle development // Genes Dev. 2006. 20. № 24.

3395–3406.

119. Fukushige T., Krause M. The myogenic potency of HLH-1 reveals wide-spread developmental plasticity in early C. elegans embryos // Development. 2005. 132. № 8. 1795– 1805.

120. Funayama N., Nakatsukasa M., Mohri K., Masuda Y., Agata K. Piwi expression in archeocytes and choanocytes in demosponges: insights into the stem cell system in demosponges: Piwi expression in archeocytes and choanocytes // Evol. Dev. 2010. 12. № 3.

275–287.

121. Furlong E.E. Integrating transcriptional and signalling networks during muscle development // Curr. Opin. Genet. Dev. 2004. 14. № 4. 343–350.

122. Furlong E.E.M., Andersen E.C., Null B., White K.P., Scott M.P. Patterns of Gene Expression During Drosophila Mesoderm Development // Science. 2001. 293. № 5535.

1629–1633.

123. Gazave E., Guillou A., Balavoine G. History of a prolific family: the Hes/Heyrelated genes of the annelid Platynereis // EvoDevo. 2014. 5. № 1. 29.

124. Germanguz I., Lev D., Waisman T., Kim C.-H., Gitelman I. Four twist genes in zebrafish, four expression patterns // Dev. Dyn. 2007. 236. № 9. 2615–2626.

125. Gharbiah M., Nakamoto A., Johnson A.B., Lambert J.D., Nagy L.M. Ilyanassa Notch signaling implicated in dynamic signaling between all three germ layers // Int J Dev Biol. 2014. 58. 551–562.

126. Giani V.C., Yamaguchi E., Boyle M.J., Seaver E.C. Somatic and germline expression of piwi during development and regeneration in the marine polychaete annelid Capitella teleta // EvoDevo. 2011. 2. № 1. 10.

127. Gilbert S.F. Developmental Biology. Sunderland, Mass: Sinauer Associates Inc.,

2006. 8th ed. 785.

128. Gillis W.J., Bowerman B., Schneider S.Q. Ectoderm- and endomesodermspecific GATA transcription factors in the marine annelid Platynereis dumerilli // Evol. Dev.

2007. 9. № 1. 39–50.

129. Gitelman I. Twist protein in mouse embryogenesis // Dev. Biol. 1997. 189. № 2. 205–214.

130. Gline S.E., Nakamoto A., Cho S.-J., Chi C., Weisblat D.A. Lineage analysis of micromere 4d, a super-phylotypic cell for Lophotrochozoa, in the leech Helobdella and the sludgeworm Tubifex // Dev. Biol. 2011. 353. № 1. 120–133.

131. Gorski D.H., Leal A.J. Inhibition of endothelial cell activation by the homeobox gene Gax // J. Surg. Res. 2003. 111. № 1. 91–99.

132. Gorski D.H., LePage D.F., Patel C.V., Copeland N.G., Jenkins N.A., Walsh K.

Molecular cloning of a diverged homeobox gene that is rapidly down-regulated during the G0/G1 transition in vascular smooth muscle cells. // Mol. Cell. Biol. 1993. 13. № 6. 3722– 3733.

133. Goto A., Kitamura K., Arai A., Shimizu T. Cell fate analysis of teloblasts in the Tubifex embryo by intracellular injection of HRP // Dev. Growth Differ. 1999a. 41. № 6. 703– 713.

134. Goto A., Kitamura K., Shimizu T. Cell lineage analysis of pattern formation in the Tubifex embryo. I. Segmentation in the mesoderm // Int. J. Dev. Biol. 1999b. 43. № 4.

317–327.

135. Granger L., Martin E., Sgalat L. Mos as a tool for genome-wide insertional mutagenesis in Caenorhabditis elegans: results of a pilot study // Nucleic Acids Res. 2004.

32. № 14. e117–e117.

136. Green S.A., Norris R.P., Terasaki M., Lowe C.J. FGF signaling induces mesoderm in the hemichordate Saccoglossus kowalevskii // Development. 2013. 140. № 5.

1024–1033.

137. Grifone R., Demignon J., Houbron C., Souil E., Niro C., Seller M.J., Hamard G., Maire P. Six1 and Six4 homeoproteins are required for Pax3 and Mrf expression during myogenesis in the mouse embryo // Development. 2005. 132. № 9. 2235–2249.

138. Grohans J., Wieschaus E. A Genetic Link between Morphogenesis and Cell Division during Formation of the Ventral Furrow in Drosophila // Cell. 2000. 101. № 5. 523– 531.

139. Gupta R.W., Mayer B.J. Dominant-negative mutants of the SH2/SH3 adapters Nck and Grb2 inhibit MAP kinase activation and mesoderm-specific gene induction by eFGF in Xenopus // Oncogene. 1998. 17. № 17. 2155–2165.

140. Gustafson E.A., Wessel G.M. Vasa genes: Emerging roles in the germ line and in multipotent cells // BioEssays. 2010. 32. № 7. 626–637.

141. Hall B.K. Germ Layers and the Germ-Layer Theory Revisited // Evolutionary Biology / M.K. Hecht et al. : Springer US, 1998. 121–186.

142. Hamamori Y., Wu H.Y., Sartorelli V., Kedes L. The basic domain of myogenic basic helix-loop-helix (bHLH) proteins is the novel target for direct inhibition by another bHLH protein, Twist. // Mol. Cell. Biol. 1997. 17. № 11. 6563–6573.

143. Handel K., Basal A., Fan X., Roth S. Tribolium castaneum twist: gastrulation and mesoderm formation in a short-germ beetle // Dev. Genes Evol. 2005. 215. № 1. 13–31.

144. Harfe B.D., Gomes A.V., Kenyon C., Liu J., Krause M., Fire A. Analysis of a Caenorhabditis elegans Twist homolog identifies conserved and divergent aspects of mesodermal patterning // Genes Dev. 1998. 12. № 16. 2623–2635.

145. Hauenschild C., Fischer A. Platynereis dumerilii: Mikroskopische Anatomie, Fortpflanzung, Entwicklung. Stuttgart: Gustav Fischer Verlag, 1969. 55.

146. Heisenberg C.-P., Solnica-Krezel L. Back and forth between cell fate specification and movement during vertebrate gastrulation // Curr. Opin. Genet. Dev. 2008.

18. № 4. 311–316.

147. Hejnol A., Martindale M.Q. Acoel development supports a simple planula-like urbilaterian // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 2008. 363. № 1496. 1493–1501.

148. Henry J. Spiralian model systems // Int J Dev Biol. 2014. 58. 389–401.

149. Henry J., Perry K.J. MAPK activation and the specification of the D quadrant in the gastropod mollusc, Crepidula fornicata // Dev. Biol. 2008. 313. № 1. 181–195.

150. Henry J., Martindale M.Q., Boyer B.C. The Unique Developmental Program of the Acoel Flatworm, Neochildia fusca // Dev. Biol. 2000. 220. № 2. 285–295.

151. Henry J., Perry K.J., Martindale M.Q. Cell specification and the role of the polar lobe in the gastropod mollusc Crepidula fornicata // Dev. Biol. 2006. 297. № 2. 295– 307.

152. Henry J., Perry K.J., Fukui L., Alvi N. Differential Localization of mRNAs During Early Development in the Mollusc, Crepidula fornicata // Integr. Comp. Biol. 2010. 50. № 5.

720–733.

153. Hinits Y., Hughes S.M. Mef2s are required for thick filament formation in nascent muscle fibres // Development. 2007. 134. № 13. 2511–2519.

154. Hinman V., Degnan B. Mox homeobox expression in muscle lineage of the gastropod Haliotis asinina: evidence for a conserved role in bilaterian myogenesis // Dev.

Genes Evol. 2002. 212. № 3. 141–144.

155. Hjiantoniou E., Anayasa M., Nicolaou P., Bantounas I., Saito M., Iseki S., Uney J.B., Phylactou L.A. Twist induces reversal of myotube formation // Differentiation. 2008. 76.

№ 2. 182–192.

156. Hopwood N.D., Pluck A., Gurdon J.B. A Xenopus mRNA related to Drosophila twist is expressed in response to induction in the mesoderm and the neural crest // Cell.

1989. 59. № 5. 893–903.

157. Hornik C., Krishan K., Yusuf F., Scaal M., Brand-Saberi B. cDermo-1 misexpression induces dense dermis, feathers, and scales // Dev. Biol. 2005. 277. № 1. 42– 50.

158. Huang F.Z., Kang D., Ramirez-Weber F.-A., Bissen S.T., Weisblat D.A.

Micromere lineages in the glossiphoniid leech Helobdella // Dev. Camb. Engl. 2002. 129. № 3. 719–732.

159. Hui J.H.L., McDougall C., Monteiro A.S., Holland P.W.H., Arendt D., Balavoine G., Ferrier D.E.K. Extensive Chordate and Annelid Macrosynteny Reveals Ancestral Homeobox Gene Organization // Mol. Biol. Evol. 2012. 29. № 1. 157–165.

160. Hunnekuhl V.S., Wolff C. Reconstruction of cell lineage and spatiotemporal pattern formation of the mesoderm in the amphipod crustacean Orchestia cavimana // Dev.

Dyn. 2012. 241. № 4. 697–717.

161. Hyman L.H. The Invertebrates: Platyhelminthes and Rhynchocoela. The Acoelomate Bilatera. New York: McGraw-Hill, 1951. 550.

162. Iwanoff P.P. Die Entwicklung der Larvalsegmente bei den Anneliden // Z. Fr Morphol. kol. Tiere. 1928. 10. № 1. 62–161.

163. Jkely G., Arendt D. Cellular resolution expression profiling using confocal detection of NBT/BCIP precipitate by reflection microscopy // BioTechniques. 2007. 42. № 6.

751–755.

164. Jiang J., Kosman D., Ip Y.T., Levine M. The dorsal morphogen gradient regulates the mesoderm determinant twist in early Drosophila embryos. // Genes Dev. 1991.

5. № 10. 1881–1891.

165. Joly J.S., Joly C., Schulte-Merker S., Boulekbache H., Condamine H. The ventral and posterior expression of the zebrafish homeobox gene eve1 is perturbed in dorsalized and mutant embryos // Development. 1993. 119. № 4. 1261–1275.

166. Joussineau C. de, Bataill L., Jagla T., Jagla K. Chapter eleven - Diversification of Muscle Types in Drosophila: Upstream and Downstream of Identity Genes // Transcriptional Switches During Development Current Topics in Developmental Biology. / S.

Plaza, F. Payre. : Academic Press, 2012. 277–301.

167. Juliano C., Wang J., Lin H. Uniting Germline and Stem Cells: The Function of Piwi Proteins and the piRNA Pathway in Diverse Organisms // Annu. Rev. Genet. 2011. 45. № 1. 447–469.

168. Juliano C., Wessel G. Versatile Germline Genes // Science. 2010. 329. № 5992.

640–641.

169. Kang D., Pilon M., Weisblat D.A. Maternal and Zygotic Expression of a nanosClass Gene in the Leech Helobdella robusta: Primordial Germ Cells Arise from Segmental Mesoderm // Dev. Biol. 2002. 245. № 1. 28–41.

170. Kang Y., Massagu J. Epithelial-mesenchymal transitions: twist in development and metastasis // Cell. 2004. 118. № 3. 277–279.

171. Kim G.J., Nishida H. Role of the FGF and MEK signaling pathway in the ascidian embryo // Dev. Growth Differ. 2001. 43. № 5. 521–533.

172. Kingsley E.P., Chan X.Y., Duan Y., Lambert J.D. Widespread RNA segregation in a spiralian embryo // Evol. Dev. 2007. 9. № 6. 527–539.

173. Kitakoshi T., Shimizu T. An oligochaete homologue of the Brachyury gene is expressed transiently in the third quartette of micromeres // Gene Expr. Patterns. 2010. 10.

№ 6. 306–313.

174. Knapp J.-M., Chung P., Simpson J.H. Generating Customized Transgene Landing Sites and Multi-Transgene Arrays in Drosophila Using phiC31 Integrase // Genetics.

2015. 199. № 4. 919–934.

175. Knirr S., Frasch M. Molecular Integration of Inductive and Mesoderm-Intrinsic Inputs Governs even-skipped Enhancer Activity in a Subset of Pericardial and Dorsal Muscle Progenitors // Dev. Biol. 2001. 238. № 1. 13–26.

176. Koop D., Richards G.S., Wanninger A., Gunter H.M., Degnan B.M. The role of MAPK signaling in patterning and establishing axial symmetry in the gastropod Haliotis asinina // Dev. Biol. 2007. 311. № 1. 200–212.

177. Kozin V.V., Filimonova D.A., Kupriashova E.E., Kostyuchenko R.P. Mesoderm patterning and morphogenesis in the polychaete Alitta virens (Spiralia, Annelida): Expression of mesodermal markers Twist, Mox, Evx and functional role for MAP kinase signaling // Mech. Dev. 2016. 140. 1–11.

178. Kozin V.V., Kostyuchenko R.P. MAP kinase signaling in cell fate and dorsoventral axis specification during Spiralia embryogenesis // Euro Evo Devo Lisbon 2012 July 10-13

Abstract

Book. Lisbon, 2012. 194.

179. Kozin V.V., Kostyuchenko R.P. Vasa, PL10, and Piwi gene expression during caudal regeneration of the polychaete annelid Alitta virens // Dev. Genes Evol. 2015. 225. № 3. 129–138.

180. Kozin V.V., Raible F., Kostyuchenko R.P. Designing a mesodermal molecular toolkit in the marine annelids Alitta virens and Platynereis dumerilii // EURO EVO DEVO 22– 25 July 2014. Vienna, 2014. 254–255.

181. Kranz A.M., Tollenaere A., Norris B.J., Degnan B.M., Degnan S.M. Identifying the germline in an equally cleaving mollusc: Vasa and Nanos expression during embryonic and larval development of the vetigastropod Haliotis asinina // J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev.

Evol. 2010. 314B. № 4. 267–279.

182. Kulakova M., Bakalenko N., Novikova E., Cook C.E., Eliseeva E., Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P., Dondua A., Arendt D., Akam M., Andreeva T. Hox gene expression in larval development of the polychaetes Nereis virens and Platynereis dumerilii (Annelida, Lophotrochozoa) // Dev. Genes Evol. 2007. 217. № 1. 39–54.

183. Kumano G., Nishida H. Ascidian embryonic development: An emerging model system for the study of cell fate specification in chordates // Dev. Dyn. 2007. 236. № 7.

1732–1747.

184. Kuo D.-H., Weisblat D.A. A New Molecular Logic for BMP-Mediated Dorsoventral Patterning in the Leech Helobdella // Curr. Biol. 2011. 21. № 15. 1282–1288.

185. Kusch T., Reuter R. Functions for Drosophila brachyenteron and forkhead in mesoderm specification and cell signalling // Development. 1999. 126. № 18. 3991–4003.

186. Lambert J.D. Mesoderm in spiralians: the organizer and the 4d cell // J. Exp.

Zoolog. B Mol. Dev. Evol. 2008. 310B. № 1. 15–23.

187. Lambert J.D., Nagy L.M. MAPK signaling by the D quadrant embryonic organizer of the mollusc Ilyanassa obsoleta // Development. 2001. 128. № 1. 45–56.

188. Lambert J.D., Nagy L.M. Asymmetric inheritance of centrosomally localized mRNAs during embryonic cleavages // Nature. 2002. 420. № 6916. 682–686.

189. Lambert J.D., Nagy L.M. The MAPK cascade in equally cleaving spiralian embryos // Dev. Biol. 2003. 263. № 2. 231–241.

190. Lartillot N., Lespinet O., Vervoort M., Adoutte A. Expression pattern of Brachyury in the mollusc Patella vulgata suggests a conserved role in the establishment of the AP axis in Bilateria // Development. 2002a. 129. № 6. 1411–1421.

191. Lartillot N., Gouar M.L., Adoutte A. Expression patterns of fork head and goosecoid homologues in the mollusc Patella vulgata supports the ancestry of the anterior mesendoderm across Bilateria // Dev. Genes Evol. 2002b. 212. № 11. 551–561.

192. Layden M.J., Meyer N.P., Pang K., Seaver E.C., Martindale M.Q. Expression and phylogenetic analysis of the zic gene family in the evolution and development of metazoans // EvoDevo. 2010. 1. № 1. 12.

193. Lee E.-C., Yu D., Martinez de Velasco J., Tessarollo L., Swing D.A., Court D.L., Jenkins N.A., Copeland N.G. A Highly Efficient Escherichia coli-Based Chromosome Engineering System Adapted for Recombinogenic Targeting and Subcloning of BAC DNA // Genomics. 2001. 73. № 1. 56–65.

194. Leptin M. twist and snail as positive and negative regulators during Drosophila mesoderm development. // Genes Dev. 1991. 5. № 9. 1568–1576.

195. Leptin M., Grunewald B. Cell shape changes during gastrulation in Drosophila // Development. 1990. 110. № 1. 73–84.

196. Lidke A.K., Bannister S., Lwer A.M., Apel D.M., Podleschny M., Kollmann M., Ackermann C.F., Garca-Alonso J., Raible F., Rebscher N. 17-Estradiol induces supernumerary primordial germ cells in embryos of the polychaete Platynereis dumerilii // Gen. Comp. Endocrinol. 2014. 196. 52–61.

197. Lin J., Friesen M.T., Bocangel P., Cheung D., Rawszer K., Wigle J.T.

Characterization of Mesenchyme Homeobox 2 (MEOX2) transcription factor binding to RING finger protein 10 // Mol. Cell. Biochem. 2005. 275. № 1–2. 75–84.

198. Linder P. Dead-box proteins: a family affair—active and passive players in RNP-remodeling // Nucleic Acids Res. 2006. 34. № 15. 4168–4180.

199. Linker C., Bronner-Fraser M., Mayor R. Relationship between Gene Expression Domains of Xsnail, Xslug, and Xtwist and Cell Movement in the Prospective Neural Crest of Xenopus // Dev. Biol. 2000. 224. № 2. 215–225.

200. Liu N.-J.L., Isaksen D.E., Smith C.M., Weisblat D.A. Movements and stepwise fusion of endodermal precursor cells in leech // Dev. Genes Evol. 1998. 208. № 3. 117–127.

201. Lowe C.J., Terasaki M., Wu M., Freeman R.M. Jr., Runft L., Kwan K., Haigo S., Aronowicz J., Lander E., Gruber C., Smith M., Kirschner M., Gerhart J. Dorsoventral Patterning in Hemichordates: Insights into Early Chordate Evolution // PLoS Biol. 2006. 4. №

9. e291.

202. Lyons D.C., Perry K.J., Lesoway M.P., Henry J.Q. Cleavage pattern and fate map of the mesentoblast, 4d, in the gastropod Crepidula: a hallmark of spiralian development // EvoDevo. 2012. 3. № 1. 21.

203. Mallo M., Alonso C.R. The regulation of Hox gene expression during animal development // Development. 2013. 140. № 19. 3951–3963.

204. Mankoo B.S., Collins N.S., Ashby P., Grigorieva E., Pevny L.H., Candia A., Wright C.V.E., Rigby P.W.J., Pachnis V. Mox2 is a component of the genetic hierarchy controlling limb muscle development // Nature. 1999. 400. № 6739. 69–73.

205. Mankoo B.S., Skuntz S., Harrigan I., Grigorieva E., Candia A., Wright C.V.E., Arnheiter H., Pachnis V. The concerted action of Meox homeobox genes is required upstream of genetic pathways essential for the formation, patterning and differentiation of somites // Development. 2003. 130. № 19. 4655–4664.

206. Martindale M.Q. The evolution of metazoan axial properties // Nat. Rev.

Genet. 2005. 6. № 12. 917–927.

207. Martindale M.Q., Henry J.Q. Intracellular Fate Mapping in a Basal Metazoan, the Ctenophore Mnemiopsis leidyi, Reveals the Origins of Mesoderm and the Existence of Indeterminate Cell Lineages // Dev. Biol. 1999. 214. № 2. 243–257.

208. Martindale M.Q., Pang K., Finnerty J.R. Investigating the origins of triploblasty:

«mesodermal» gene expression in a diploblastic animal, the sea anemone Nematostella vectensis (phylum, Cnidaria; class, Anthozoa) // Development. 2004. 131. № 10. 2463–2474.

209. Martn-Durn J.M., Amaya E., Romero R. Germ layer specification and axial patterning in the embryonic development of the freshwater planarian Schmidtea polychroa // Dev. Biol. 2010. 340. № 1. 145–158.

210. Martn-Durn J.M., Vellutini B.C., Hejnol A. Evolution and development of the adelphophagic, intracapsular Schmidt’s larva of the nemertean Lineus ruber // EvoDevo.

2015. 6. № 1. 28.

211. Metschnikoff I. Studien ber die Entwicklung der Medusen und Siphonophoren // Z Wiss Zool. 1874. 24. 15–80.

212. Meyer N.P., Boyle M.J., Martindale M.Q., Seaver E.C. A comprehensive fate map by intracellular injection of identified blastomeres in the marine polychaete Capitella teleta // EvoDevo. 2010. 1. № 1. 8.

213. Minguilln C., Garcia-Fernndez J. The Single Amphioxus Mox Gene: Insights into the Functional Evolution of Mox Genes, Somites, and the Asymmetry of Amphioxus Somitogenesis // Dev. Biol. 2002. 246. № 2. 455–465.

214. Minguilln C., Garcia-Fernndez J. Genesis and evolution of the Evx and Mox genes and the extended Hox and ParaHox gene clusters // Genome Biol. 2003. 4. № 2. R12.

215. Mochizuki K., Nishimiya-Fujisawa C., Fujisawa T. Universal occurrence of the vasa -related genes among metazoans and their germline expression in Hydra // Dev. Genes Evol. 2001. 211. № 6. 299–308.

216. Mohamed J.Y., Faqeih E., Alsiddiky A., Alshammari M.J., Ibrahim N.A., Alkuraya F.S. Mutations in MEOX1, Encoding Mesenchyme Homeobox 1, Cause Klippel-Feil Anomaly // Am. J. Hum. Genet. 2013. 92. № 1. 157–161.

217. Nabel-Rosen H., Toledano-Katchalski H., Volohonsky G., Volk T. Cell Divisions in the Drosophila Embryonic Mesoderm Are Repressed via Posttranscriptional Regulation of string/cdc25 by HOW // Curr. Biol. 2005. 15. № 4. 295–302.

218. Nakamoto A., Arai A., Shimizu T. Cell lineage analysis of pattern formation in the Tubifex embryo. II. Segmentation in the ectoderm // Int. J. Dev. Biol. 2000. 44. № 7. 797– 806.

219. Nakamoto A., Nagy L.M., Shimizu T. Secondary embryonic axis formation by transplantation of D quadrant micromeres in an oligochaete annelid // Development. 2011.

138. № 2. 283–290.

220. Narayanan K. Bacterial Artificial Chromosomes. New York, NY: Springer New York, 2015. 347.

221. Nederbragt A.J., Lespinet O., Wageningen S. van, Loon A.E. van, Adoutte A., Dictus W.J.A.G. A lophotrochozoan twist gene is expressed in the ectomesoderm of the gastropod mollusk Patella vulgata // Evol. Dev. 2002. 4. № 5. 334–343.

222. Neyt C., Jagla K., Thisse C., Thisse B., Haines L., Currie P.D. Evolutionary origins of vertebrate appendicular muscle // Nature. 2000. 408. № 6808. 82–86.

223. Nielsen C. Six major steps in animal evolution: are we derived sponge larvae?

// Evol. Dev. 2008. 10. № 2. 241–257.

224. Nsslein-Volhard C., Wieschaus E., Kluding H. Mutations affecting the pattern of the larval cuticle in Drosophila melanogaster // Wilhelm Rouxs Arch. Dev. Biol. 1984. 193.

№ 5. 267–282.

225. O’Rourke M.P., Tam P.P. Twist functions in mouse development // Int. J. Dev.

Biol. 2002. 46. № 4. 401–414.

226. Oda H., Nishimura O., Hirao Y., Tarui H., Agata K., Akiyama-Oda Y. Progressive activation of Delta-Notch signaling from around the blastopore is required to set up a functional caudal lobe in the spider Achaearanea tepidariorum // Development. 2007. 134.

№ 12. 2195–2205.

227. Ota M.S., Loebel D.A.F., O’Rourke M.P., Wong N., Tsoi B., Tam P.P.L. Twist is required for patterning the cranial nerves and maintaining the viability of mesodermal cells // Dev. Dyn. 2004. 230. № 2. 216–228.

228. Oyama A., Shimizu T. Transient occurrence of vasa-expressing cells in nongenital segments during embryonic development in the oligochaete annelid Tubifex tubifex // Dev. Genes Evol. 2007. 217. № 10. 675–690.

229. Oyama A., Yoshida H., Shimizu T. Embryonic expression of p68, a DEAD-box RNA helicase, in the oligochaete annelid Tubifex tubifex // Gene Expr. Patterns. 2008. 8. № 6. 464–470.

230. Passamaneck Y.J., Hejnol A., Martindale M.Q. Mesodermal gene expression during the embryonic and larval development of the articulate brachiopod Terebratalia transversa // EvoDevo. 2015. 6. № 1. 10.

231. Patel S., Leal A.D., Gorski D.H. The Homeobox Gene Gax Inhibits Angiogenesis through Inhibition of Nuclear Factor-B–Dependent Endothelial Cell Gene Expression // Cancer Res. 2005. 65. № 4. 1414–1424.

232. Perry K.J., Lyons D.C., Truchado-Garcia M., Fischer A.H.L., Helfrich L.W., Johansson K.B., Diamond J.C., Grande C., Henry J.Q. Deployment of regulatory genes during gastrulation and germ layer specification in a model spiralian mollusc Crepidula // Dev. Dyn.

2015. 244. № 10. 1215–1248.

233. Petropoulos H., Gianakopoulos P.J., Ridgeway A.G., Skerjanc I.S. Disruption of Meox or Gli Activity Ablates Skeletal Myogenesis in P19 Cells // J. Biol. Chem. 2004. 279. № 23. 23874–23881.

234. Pfeifer K., Schaub C., Wolfstetter G., Dorresteijn A. Identification and characterization of a twist ortholog in the polychaete annelid Platynereis dumerilii reveals mesodermal expression of Pdu-twist // Dev. Genes Evol. 2013. 223. № 5. 319–328.

235. Pfeifer K., Schaub C., Domsch K., Dorresteijn A., Wolfstetter G. Maternal Inheritance of Twist and Analysis of MAPK Activation in Embryos of the Polychaete Annelid Platynereis dumerilii // PLoS ONE. 2014. 9. № 5. e96702.

236. Plotnikov A., Zehorai E., Procaccia S., Seger R. The MAPK cascades: Signaling components, nuclear roles and mechanisms of nuclear translocation // Biochim. Biophys.

Acta BBA - Mol. Cell Res. 2011. 1813. № 9. 1619–1633.

237. Potthoff M.J., Olson E.N. MEF2: a central regulator of diverse developmental programs // Development. 2007. 134. № 23. 4131–4140.

238. Price A.L., Patel N.H. Investigating divergent mechanisms of mesoderm development in arthropods: the expression of Ph-twist and Ph-mef2 in Parhyale hawaiensis // J. Exp. Zoolog. B Mol. Dev. Evol. 2008. 310B. № 1. 24–40.

239. Prud’homme B., de Rosa R., Arendt D., Julien J.-F., Pajaziti R., Dorresteijn A.W.C., Adoutte A., Wittbrodt J., Balavoine G. Arthropod-like Expression Patterns of engrailed and wingless in the Annelid Platynereis dumerilii Suggest a Role in Segment Formation // Curr. Biol. 2003. 13. № 21. 1876–1881.

240. Pruitt M.M., Letcher E.J., Chou H.-C., Bastin B.R., Schneider S.Q. Expression of the wnt gene complement in a spiral-cleaving embryo and trochophore larva // Int. J. Dev.

Biol. 2014. 58. 563–573.

241. Putnam N.H., Srivastava M., Hellsten U., Dirks B., Chapman J., Salamov A., Terry A., Shapiro H., Lindquist E., Kapitonov V.V., Jurka J., Genikhovich G., Grigoriev I.V., Lucas S.M., Steele R.E., Finnerty J.R., Technau U., Martindale M.Q., Rokhsar D.S. Sea Anemone Genome Reveals Ancestral Eumetazoan Gene Repertoire and Genomic Organization // Science. 2007. 317. № 5834. 86–94.

242. Pyati U.J., Webb A.E., Kimelman D. Transgenic zebrafish reveal stage-specific roles for Bmp signaling in ventral and posterior mesoderm development // Development.

2005. 132. № 10. 2333–2343.

243. Rabinowitz J.S., Chan X.Y., Kingsley E.P., Duan Y., Lambert J.D. Nanos Is Required in Somatic Blast Cell Lineages in the Posterior of a Mollusk Embryo // Curr. Biol.

2008. 18. № 5. 331–336.

244. Raff R.A., Kaufman T.C. Embryos, Genes and Evolution. New York: London:

Macmillan USA, 1983. 352.

245. Raible F., Tessmar-Raible K., Osoegawa K., Wincker P., Jubin C., Balavoine G., Ferrier D., Benes V., Jong P. de, Weissenbach J., Bork P., Arendt D. Vertebrate-Type IntronRich Genes in the Marine Annelid Platynereis dumerilii // Science. 2005. 310. № 5752. 1325– 1326.

246. Rallis C., Stamataki D., Pontikakis S., Mankoo B.S., Karagogeos D. Isolation of the avian homologue of the homeobox gene Mox2 and analysis of its expression pattern in developing somites and limbs // Mech. Dev. 2001. 104. № 1–2. 121–124.

247. Rebscher N., Zelada-Gonzlez F., Banisch T.U., Raible F., Arendt D. Vasa unveils a common origin of germ cells and of somatic stem cells from the posterior growth zone in the polychaete Platynereis dumerilii // Dev. Biol. 2007. 306. № 2. 599–611.

248. Rebscher N., Lidke A.K., Ackermann C.F. Hidden in the crowd: primordial germ cells and somatic stem cells in the mesodermal posterior growth zone of the polychaete Platynereis dumerillii are two distinct cell populations // EvoDevo. 2012. 3. № 1. 9.

249. Reddien P.W., Oviedo N.J., Jennings J.R., Jenkin J.C., Alvarado A.S. SMEDWI-2 Is a PIWI-Like Protein That Regulates Planarian Stem Cells // Science. 2005. 310. № 5752.

1327–1330.

250. Reijntjes S., Stricker S., Mankoo B.S. A comparative analysis of Meox1 and Meox2 in the developing somites and limbs of the chick embryo // Int. J. Dev. Biol. 2007. 51.

№ 8. 753–759.

251. Remane A. Die Entstehung der Metamerie der Wirbellosen // Zool. Anz. 1950.

14. 16–23.

252. Rice D.P., Aberg T., Chan Y., Tang Z., Kettunen P.J., Pakarinen L., Maxson R.E., Thesleff I. Integration of FGF and TWIST in calvarial bone and suture development // Development. 2000. 127. № 9. 1845–1855.

253. Richmond D.L., Oates A.C. The segmentation clock: inherited trait or universal design principle? // Curr. Opin. Genet. Dev. 2012. 22. № 6. 600–606.

254. Rieger R.M., Ladurner P. The Significance of Muscle Cells for the Origin of Mesoderm in Bilateria // Integr. Comp. Biol. 2003. 43. № 1. 47–54.

255. Rieger R.M., Lombardi J. Ultrastructure of coelomic lining in echinoderm podia: significance for concepts in the evolution of muscle and peritoneal cells // Zoomorphology. 1987. 107. № 4. 191–208.

256. Rieger R.M., Purschke G. The coelom and the origin of the annelid body plan // Morphology, Molecules, Evolution and Phylogeny in Polychaeta and Related Taxa Developments in Hydrobiology. / T. Bartolomaeus, G. Purschke. : Springer Netherlands, 2005. 127–137.

257. Rodaway A., Patient R. Mesendoderm: An Ancient Germ Layer? // Cell. 2001.

105. № 2. 169–172.

258. Rodaway A., Takeda H., Koshida S., Broadbent J., Price B., Smith J.C., Patient R., Holder N. Induction of the mesendoderm in the zebrafish germ ring by yolk cell-derived TGF-beta family signals and discrimination of mesoderm and endoderm by FGF // Development. 1999. 126. № 14. 3067–3078.

259. Rttinger E., Dahlin P., Martindale M.Q. A Framework for the Establishment of a Cnidarian Gene Regulatory Network for “Endomesoderm” Specification: The Inputs of Catenin/TCF Signaling // PLoS Genet. 2012. 8. № 12. e1003164.

260. Ryan J.F., Mazza M.E., Pang K., Matus D.Q., Baxevanis A.D., Martindale M.Q., Finnerty J.R. Pre-Bilaterian Origins of the Hox Cluster and the Hox Code: Evidence from the Sea Anemone, Nematostella vectensis // PLoS ONE. 2007. 2. № 1. e153.

261. Ryan J.F., Pang K., Schnitzler C.E., Nguyen A.-D., Moreland R.T., Simmons D.K., Koch B.J., Francis W.R., Havlak P., Smith S.A., Putnam N.H., Haddock S.H.D., Dunn C.W., Wolfsberg T.G., Mullikin J.C., Martindale M.Q., Baxevanis A.D. The Genome of the Ctenophore Mnemiopsis leidyi and Its Implications for Cell Type Evolution // Science. 2013.

342. № 6164. 1242592.

262. Sandmann T., Jensen L.J., Jakobsen J.S., Karzynski M.M., Eichenlaub M.P., Bork P., Furlong E.E.M. A Temporal Map of Transcription Factor Activity: Mef2 Directly Regulates Target Genes at All Stages of Muscle Development // Dev. Cell. 2006. 10. № 6. 797–807.

263. Sandmann T., Girardot C., Brehme M., Tongprasit W., Stolc V., Furlong E.E.M.

A core transcriptional network for early mesoderm development in Drosophila melanogaster // Genes Dev. 2007. 21. № 4. 436–449.

264. Sasakura Y., Awazu S., Chiba S., Satoh N. Germ-line transgenesis of the Tc1/mariner superfamily transposon Minos in Ciona intestinalis // Proc. Natl. Acad. Sci. 2003.

100. № 13. 7726–7730.

265. Saudemont A., Dray N., Hudry B., Le Gouar M., Vervoort M., Balavoine G.

Complementary striped expression patterns of NK homeobox genes during segment formation in the annelid Platynereis // Dev. Biol. 2008. 317. № 2. 430–443.

266. Scaal M., Fchtbauer E.-M., Brand-Saberi B. cDermo-1 expression indicates a role in avian skin development // Anat. Embryol. (Berl.). 2001. 203. № 1. 1–7.

267. Schmidt-Rhaesa A. The Evolution of Organ Systems. Oxford; New York:

Oxford University Press, 2007. 400.

268. Scholtz G. The Articulata hypothesis – or what is a segment? // Org. Divers.

Evol. 2002. 2. № 3. 197–215.

269. Schupbach T., Wieschaus E. Germline autonomy of maternal-effect mutations altering the embryonic body pattern of Drosophila // Dev. Biol. 1986. 113. № 2. 443–448.

270. Seaver E.C., Yamaguchi E., Richards G.S., Meyer N.P. Expression of the pairrule gene homologs runt, Pax3/7, even-skipped-1 and even-skipped-2 during larval and juvenile development of the polychaete annelid Capitella teleta does not support a role in segmentation // EvoDevo. 2012. 3. № 1. 1–18.

271. Sedgwick A. On the Origin of Metameric Segmentation and Some Other Morphological Questions // Q. J. Microsc. Sci. 1884. 24. 43–82.

272. Seebald J.L., Szeto D.P. Zebrafish eve1 regulates the lateral and ventral fates of mesodermal progenitor cells at the onset of gastrulation // Dev. Biol. 2011. 349. № 1. 78– 89.

273. Seipel K., Schmid V. Evolution of striated muscle: Jellyfish and the origin of triploblasty // Dev. Biol. 2005. 282. № 1. 14–26.

274. Seipel K., Schmid V. Mesodermal anatomies in cnidarian polyps and medusae // Int. J. Dev. Biol. 2006. 50. № 7. 589–599.

275. Shimizu T., Nakamoto A. Segmentation in Annelids: Cellular and Molecular Basis for Metameric Body Plan // Zoolog. Sci. 2001. 18. № 3. 285–298.

276. Shukalyuk A., Isaeva V. Molecular signature and sub-cellular machinery of metazoan gametogenic stem cells // Recent Advances in Germ Cells Research., 2013. 1–40.

277. Simakov O., Larsson T.A., Arendt D. Linking micro- and macro-evolution at the cell type level: a view from the lophotrochozoan Platynereis dumerilii // Brief. Funct.

Genomics. 2013. 12. № 5. 430–439.

278. Simpson P. Maternal-Zygotic Gene Interactions During Formation of the Dorsoventral Pattern in Drosophila Embryos // Genetics. 1983. 105. № 3. 615–632.

279. Skopicki H.A., Lyons G.E., Schatteman G., Smith R.C., Andrs V., Schirm S., Isner J., Walsh K. Embryonic Expression of the Gax Homeodomain Protein in Cardiac, Smooth, and Skeletal Muscle // Circ. Res. 1997. 80. № 4. 452–462.

280. Skuntz S., Mankoo B., Nguyen M.-T.T., Hustert E., Nakayama A., TournierLasserve E., Wright C.V.E., Pachnis V., Bharti K., Arnheiter H. Lack of the mesodermal homeodomain protein MEOX1 disrupts sclerotome polarity and leads to a remodeling of the cranio-cervical joints of the axial skeleton // Dev. Biol. 2009. 332. № 2. 383–395.

281. Slack J.M.W. Essential Developmental Biology. Malden, MA: Wiley-Blackwell,

2005. 2nd ed. 376.

282. Snodgrass R.E. Evolution of the Annelida, Onychophora and Arthropoda.

Smithsonian Institution, 1938. 159.

283. Sokol N.S., Ambros V. Mesodermally expressed Drosophila microRNA-1 is regulated by Twist and is required in muscles during larval growth // Genes Dev. 2005. 19. № 19. 2343–2354.

284. Sommer R.J., Tautz D. Expression patterns of twist and snail in Tribolium (Coleoptera) suggest a homologous formation of mesoderm in long and short germ band insects // Dev. Genet. 1994. 15. № 1. 32–37.

285. Song M.H., Huang F.Z., Chang G.Y., Weisblat D.A. Expression and function of an even-skipped homolog in the leech Helobdella robusta // Development. 2002. 129. № 15.

3681–3692.

286. Soto J.G., Nelson B.H., Weisblat D.A. A leech homolog of twist: evidence for its inheritance as a maternal mRNA // Gene. 1997. 199. № 1–2. 31–37.

287. Spring J., Yanze N., Middel A.M., Stierwald M., Grger H., Schmid V. The Mesoderm Specification Factor Twist in the Life Cycle of Jellyfish // Dev. Biol. 2000. 228. № 2. 363–375.

288. Stamataki D., Kastrinaki M.-C., Mankoo B.S., Pachnis V., Karagogeos D.

Homeodomain proteins Mox1 and Mox2 associate with Pax1 and Pax3 transcription factors // FEBS Lett. 2001. 499. № 3. 274–278.

289. Steinmetz P.R.H. Comparative molecular and morphogenetic characterisation of larval body regions in the polychaete annelid Platynereis dumerilii // PhD Thesis. Marburg, 2006. 157.

290. Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P., Fischer A., Arendt D. The segmental pattern of otx, gbx, and Hox genes in the annelid Platynereis dumerilii // Evol. Dev. 2011. 13.

№ 1. 72–79.

291. Steinmetz P.R.H., Kraus J.E.M., Larroux C., Hammel J.U., Amon-Hassenzahl A., Houliston E., Wrheide G., Nickel M., Degnan B.M., Technau U. Independent evolution of striated muscles in cnidarians and bilaterians // Nature. 2012. 487. № 7406. 231–234.

292. Stern C. Gastrulation: From Cells to Embryo. Cold Spring Harbor, N.Y: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2004. 731.

293. Stoetzel C., Weber B., Bourgeois P., Bolcato-Bellemin A.L., Perrin-Schmitt F.

Dorso-ventral and rostro-caudal sequential expression of M-twist in the postimplantation murine embryo // Mech. Dev. 1995. 51. № 2–3. 251–263.

294. Stoetzel C., Bolcato-Bellemin A.L., Bourgeois P., Perrin-Schmitt F., Meyer D., Wolff M., Remy P. X-twi is expressed prior to gastrulation in presumptive neurectodermal and mesodermal cells in dorsalized and ventralized Xenopus laevis embryos // Int. J. Dev.

Biol. 1998. 42. № 6. 747–756.

295. Struck T.H., Paul C., Hill N., Hartmann S., Hsel C., Kube M., Lieb B., Meyer A., Tiedemann R., Purschke G., Bleidorn C. Phylogenomic analyses unravel annelid evolution // Nature. 2011. 471. № 7336. 95–98.

296. Suster M.L., Abe G., Schouw A., Kawakami K. Transposon-mediated BAC transgenesis in zebrafish // Nat. Protoc. 2011. 6. № 12. 1998–2021.

297. Swartz S.Z., Chan X.Y., Lambert J.D. Localization of Vasa mRNA during early cleavage of the snail Ilyanassa // Dev. Genes Evol. 2008. 218. № 2. 107–113.

298. Sweeton D., Parks S., Costa M., Wieschaus E. Gastrulation in Drosophila: the formation of the ventral furrow and posterior midgut invaginations // Development. 1991.

112. № 3. 775–789.

299. Tajbakhsh S., Rocancourt D., Cossu G., Buckingham M. Redefining the Genetic Hierarchies Controlling Skeletal Myogenesis: Pax-3 and Myf-5 Act Upstream of MyoD // Cell.

1997. 89. № 1. 127–138.

300. Tapscott S.J. The circuitry of a master switch: Myod and the regulation of skeletal muscle gene transcription // Development. 2005. 132. № 12. 2685–2695.

301. Tautz D. Segmentation // Dev. Cell. 2004. 7. № 3. 301–312.

302. Tavares A.T., Izpisja-Belmonte J.C., Rodriguez-Len J. Developmental expression of chick twist and its regulation during limb patterning // Int. J. Dev. Biol. 2001.

45. № 5–6. 707–713.

303. Technau U., Scholz C.B. Origin and evolution of endoderm and mesoderm // Int. J. Dev. Biol. 2003. 47. № 7–8. 531–539.

304. Tessmar-Raible K., Steinmetz P.R.H., Snyman H., Hassel M., Arendt D.

Fluorescent two-color whole mount in situ hybridization in Platynereis dumerilii (Polychaeta, Annelida), an emerging marine molecular model for evolution and development // BioTechniques. 2005. 39. № 4. 460–462.

305. Thamm K., Seaver E.C. Notch signaling during larval and juvenile development in the polychaete annelid Capitella sp. I // Dev. Biol. 2008. 320. № 1. 304–318.

306. Thisse B., El Messal M., Perrin-Schmitt F. The twist gene: isolation of a Drosophila zygotle gene necessary for the establishment of dorsoventral pattern // Nucleic Acids Res. 1987a. 15. № 8. 3439–3453.

307. Thisse B., Stoetzel C., El Messal M., Perrin-Schmitt F. Genes of the Drosophila maternal dorsal group control the specific expression of the zygotic gene twist in presumptive mesodermal cells // Genes Dev. 1987b. 1. № 7. 709–715.

308. Thisse B., Stoetzel C., Gorostiza-Thisse C., Perrin-Schmitt F. Sequence of the twist gene and nuclear localization of its protein in endomesodermal cells of early Drosophila embryos // EMBO J. 1988. 7. № 7. 2175–2183.

309. Thomson T., Lin H. The Biogenesis and Function of PIWI Proteins and piRNAs:

Progress and Prospect // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2009. 25. № 1. 355–376.

310. Torrence S.A. Positional cues governing cell migration in leech neurogenesis // Development. 1991. 111. № 4. 993–1005.

311. Tseng J.-C., Chen H.-F., Wu K.-J. A twist tale of cancer metastasis and tumor angiogenesis // Histol. Histopathol. 2015. 30. № 11. 1283–1294.

312. van den Biggelaar J.A.M., Guerrier P. Dorsoventral polarity and mesentoblast determination as concomitant results of cellular interactions in the mollusk Patella vulgata // Dev. Biol. 1979. 68. № 2. 462–471.

313. Vargas-Vila M.A., Hannibal R.L., Parchem R.J., Liu P.Z., Patel N.H. A prominent requirement for single-minded and the ventral midline in patterning the dorsoventral axis of the crustacean Parhyale hawaiensis // Development. 2010. 137. № 20. 3469–3476.

314. Wang P., Zhao J., Corsi A.K. Identification of novel target genes of CeTwist and CeE/DA // Dev. Biol. 2006. 293. № 2. 486–498.

315. Wei Q., Rong Y., Paterson B.M. Stereotypic founder cell patterning and embryonic muscle formation in Drosophila require nautilus (MyoD) gene function // Proc.

Natl. Acad. Sci. 2007. 104. № 13. 5461–5466.

316. Weintraub H., Tapscott S.J., Davis R.L., Thayer M.J., Adam M.A., Lassar A.B., Miller A.D. Activation of muscle-specific genes in pigment, nerve, fat, liver, and fibroblast cell lines by forced expression of MyoD // Proc. Natl. Acad. Sci. 1989. 86. № 14. 5434–5438.

317. Weisblat D.A., Huang F.Z. An overview of glossiphoniid leech development // Can. J. Zool. 2001. 79. № 2. 218–232.

318. Whitman M., Melton D.A. Involvement of p21ras in Xenopus mesoderm induction // Nature. 1992. 357. № 6375. 252–254.

319. Williams E.A., Jkely G. Towards a systems-level understanding of development in the marine annelid Platynereis dumerilii // Curr. Opin. Genet. Dev. 2016. 39.

175–181.

320. Wilson E.B. The cell-lineage of Nereis. A contribution to the cytogeny of the annelid body // J. Morphol. 1892. 6. № 3. 361–480.

321. Wilson E.B. Considerations on cell-lineage and ancestral reminiscence, based on a re-examination of some points in the early development of annelids and polyclades // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1898. 11. № 1. 1–27.

322. Winchell C.J., Valencia J.E., Jacobs D.K. Expression of Distal-less, dachshund, and optomotor blind in Neanthes arenaceodentata (Annelida, Nereididae) does not support homology of appendage-forming mechanisms across the Bilateria // Dev. Genes Evol. 2010.

220. № 9–10. 275–295.

323. Wolf C., Thisse C., Stoetzel C., Thisse B., Gerlinger P., Perrin-Schmitt F. The Mtwist gene of Mus is expressed in subsets of mesodermal cells and is closely related to the Xenopus X-twi and the Drosophila twist genes // Dev. Biol. 1991. 143. № 2. 363–373.

324. Wolpert L. Positional information and the spatial pattern of cellular differentiation // J. Theor. Biol. 1969. 25. № 1. 1–47.

325. Wong M.-C., Castanon I., Baylies M.K. Daughterless dictates Twist activity in a context-dependent manner during somatic myogenesis // Dev. Biol. 2008. 317. № 2. 417– 429.

326. Wong M.-C., Dobi K.C., Baylies M.K. Discrete Levels of Twist Activity Are Required to Direct Distinct Cell Functions during Gastrulation and Somatic Myogenesis // PLoS ONE. 2014. 9. № 6. e99553.

327. Wu S.-Y., Ferkowicz M., McClay D.R. Ingression of primary mesenchyme cells of the sea urchin embryo: A precisely timed epithelial mesenchymal transition // Birth Defects Res. Part C Embryo Today Rev. 2007. 81. № 4. 241–252.

328. Wu S.-Y., Yang Y.-P., McClay D.R. Twist is an essential regulator of the skeletogenic gene regulatory network in the sea urchin embryo // Dev. Biol. 2008. 319. № 2.

406–415.

329. Wu H.-R., Chen Y.-T., Su Y.-H., Luo Y.-J., Holland L.Z., Yu J.-K. Asymmetric localization of germline markers Vasa and Nanos during early development in the amphioxus Branchiostoma floridae // Dev. Biol. 2011. 353. № 1. 147–159.

330. Wyman C., Kanaar R. DNA Double-Strand Break Repair: All’s Well that Ends Well // Annu. Rev. Genet. 2006. 40. № 1. 363–383.

331. Xia S., Tai X., Wang Y., An X., Qian G., Dong J., Wang X., Sha B., Wang D., Murthi P., Kalionis B., Wang X., Bai C. Involvement of Gax Gene in Hypoxia-Induced Pulmonary Hypertension, Proliferation, and Apoptosis of Arterial Smooth Muscle Cells // Am.

J. Respir. Cell Mol. Biol. 2011. 44. № 1. 66–73.

332. Yamada A., Pang K., Martindale M.Q., Tochinai S. Surprisingly complex T-box gene complement in diploblastic metazoans // Evol. Dev. 2007. 9. № 3. 220–230.

333. Yamazaki K., Akiyama-Oda Y., Oda H. Expression patterns of a twist-related gene in embryos of the spider Achaearanea tepidariorum reveal divergent aspects of mesoderm development in the fly and spider // Zoolog. Sci. 2005. 22. № 2. 177–185.

334. Yang J., Mani S.A., Donaher J.L., Ramaswamy S., Itzykson R.A., Come C., Savagner P., Gitelman I., Richardson A., Weinberg R.A. Twist, a master regulator of morphogenesis, plays an essential role in tumor metastasis // Cell. 2004. 117. № 7. 927–939.

335. Yang J., Mani S.A., Weinberg R.A. Exploring a New Twist on Tumor Metastasis // Cancer Res. 2006. 66. № 9. 4549–4552.

336. Yang S.-H., Sharrocks A.D., Whitmarsh A.J. MAP kinase signalling cascades and transcriptional regulation // Gene. 2013. 513. № 1. 1–13.

337. Yasui K., Zhang S., Uemura M., Aizawa S., Ueki T. Expression of a twist-Related Gene, Bbtwist, during the Development of a Lancelet Species and Its Relation to Cephalochordate Anterior Structures // Dev. Biol. 1998. 195. № 1. 49–59.

338. Yin Z., Frasch M. Regulation and function of tinman during dorsal mesoderm induction and heart specification in Drosophila // Dev. Genet. 1998. 22. № 3. 187–200.

339. Zantke J., Bannister S., Rajan V.B.V., Raible F., Tessmar-Raible K. Genetic and Genomic Tools for the Marine Annelid Platynereis dumerilii // Genetics. 2014. 197. № 1. 19– 31.

340. Zeitlinger J., Zinzen R.P., Stark A., Kellis M., Zhang H., Young R.A., Levine M.

Whole-genome ChIP-chip analysis of Dorsal, Twist, and Snail suggests integration of diverse patterning processes in the Drosophila embryo // Genes Dev. 2007. 21. № 4. 385–390.

341. Zhang C., Klymkowsky M.W. Unexpected functional redundancy between Twist and Slug (Snail2) and their feedback regulation of NF-B via Nodal and Cerberus // Dev.

Biol. 2009. 331. № 2. 340–349.



Pages:     | 1 | 2 ||

Похожие работы:

«А. Г. Песнякевич Трансгенные эукариотические организмы курс лекций Минск БГУ Александр Георгиевич Песнякевич, кандидат биологических наук, доцент кафедры микробиологии. Курс лекций разработан для биологичес...»

«МЕЛЬНИКОВ ДЕНИС ГЕРМАНОВИЧ СИСТЕМАТИКА И ГЕОГРАФИЯ РОДА CLINOPODIUM L. (LAMIACEAE) ЕВРАЗИИ "Ботаника" 03.02.01 Диссертация на соискание учёной степени кандидата биологических наук Научный руководитель доктор биологических наук профессор А. Л. Буданцев Санкт-Петербург Ог...»

«Экология мышления Ежемесячный журнал международного движения "За чистое видение". №6 апрель 2013г.СОДЕРЖАНИЕ: 1.от редактора.2. Современный мир и экология мышления.О неосуждении и незлословии. Автор: Свастидеви.Разрушающая сила мата.3.Движение "За чистое видение". Ученые доказали, что пло...»

«МИНИСТЕРСТВО ПРОМЫШЛЕННОСТИ И ЭНЕРГЕТИКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ФЕДЕРАЛЬНОЕ АГЕНТСТВО ПО ЭНЕРГЕТИКЕ ИНСТИТУТ ПОВЫШЕНИЯ КВАЛИФИКАЦИИ РУКОВОДЯЩИХ РАБОТНИКОВ И СПЕЦИАЛИСТОВ ТОПЛИВНО-ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО КОМПЛЕКСА РОССИЙСКИЙ СОВЕТ ПРОФСОЮЗА РАБОТНИКО...»

«РОССИЙСКАЯ ФЕДЕРАЦИЯ ЯРОСЛАВСКАЯ ОБЛАСТЬ НЕКРАСОВСКИЙ МУНИЦИПАЛЬНЫЙ РАЙОН МУНИЦИПАЛЬНЫЙ СОВЕТ СЕЛЬСКОГО ПОСЕЛЕНИЯ КРАСНЫЙ ПРОФИНТЕРН ТРЕТЬЕГО СОЗЫВА РЕШЕНИЕ От 03.03.2016 года № 78 Об утверждении порядка расчёта ежемесячной доплаты к страховой...»

«Экз. № _ Утвержден: Приказом Министерства Природных ресурсов и экологии Саратовской области от 03.11.2011 г. № 521 ЛЕСОХОЗЯЙСТВЕННЫЙ РЕГЛАМЕНТ ГКУ СО "Северо-Восточные лесничества" НОВОБУРАССКОГО ЛЕСНИЧЕСТВА САРАТОВСКОЙ ОБЛАСТИ Саратов 2015 СОДЕРЖАНИЕ ВВЕДЕНИЕ ГЛАВА 1 1.1. КРАТКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ЛЕСНИЧ...»

«УДК 636.2: 637.112 СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ ТЕХНОЛОГИЧЕСКИХ ПАРАМЕТРОВ ПРИ ОРГАНИЗАЦИИ РАЗДОЯ КОРОВ НА СОВРЕМЕННЫХ ВЫСОКОИНТЕНСИВНЫХ ФЕРМАХ В.П. СЛАВОВ НААНУ Житомирский национальный агроэкологический университет А.П....»

«БИОЛОГИЧЕСКИ АКТИВНЫЕ ДОБАВКИ КОМПАНИИ АПИФАРМ [ КУРС ЛЕКЦИЙ ] Ложкин Игорь Дмитриевич кандидат медицинс ких наук, руководитель отдела биологически активных веществ компании АПИФАРМ Продукция Апифарм в каталоге: www.argo-shop.com.ua/catalog_total.php?id_cot=12 Пр...»

«МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ РФ Волгоградский государственный медицинский университет Кафедра анестезиологии и реаниматологии с трансфузиологией ФУВ "УТВЕРЖДАЮ" Декан ФУВ " " 2017 г. Магницкая О.В. РАСПИСАНИЕ занятий на цикле сертификационного усовершенствования ПК...»

«ЗАКОН РЕСПУБЛИКИ ТАДЖИКИСТАН О ГЕОГРАФИЧЕСКИХ УКАЗАНИЯХ (в редакции Закона РТ от 03.07.2012г.№855) Настоящим Законом регулируются отношения, возникающие в связи с правовой охраной и использованием географических ук...»

«Институт экологии и природопользования Миссия и цели Института Миссия нашего Института – подготовка конкурентоспособных кадров, востребованных не только в Республике Татарстан и в России, но и за рубежом. Получение образования в нашем Институте – залог воспроизводства научного потенциала России. Наша цель кадровое обеспечение...»

«ПРОДУКТЫ ФУНКЦИОНАЛЬНОГО НАЗНАЧЕНИЯ Дробот В.И., д.т.н., профессор; Михоник Л.А., к.т.н., Грищенко А., аспирант Национальный университет пищевых технологий, г. Киев Углубление знаний человечества о роли продуктов питания в состоянии...»

«Коммерческое предложение ООО "БИОСМАРТЕКС", специализирующееся на разработке, проектировании, изготовлении и комплектации высокотехнологического оборудования для переработки всех видов биомасс, в...»

«175_15291982 АРБИТРАЖНЫЙ СУД ГОРОДА МОСКВЫ 115191, г.Москва, ул. Большая Тульская, д. 17 http://www.msk.arbitr.ru ОПРЕДЕЛЕНИЕ г. Москва Дело № А40-25661/15-175-160Б 03.03.2017. Резолютивная ча...»

«ОПИСАНИЕ BY (11) 5555 РЕСПУБЛИКА БЕЛАРУСЬ (19) ИЗОБРЕТЕНИЯ (13) C1 К ПАТЕНТУ 7 (51) B 24D 3/14 (12) НАЦИОНАЛЬНЫЙ ЦЕНТР ИНТЕЛЛЕКТУАЛЬНОЙ СОБСТВЕННОСТИ МАССА ДЛЯ ИЗГОТОВЛЕНИЯ АЛМАЗНОГО АБРАЗИВНОГО (54) ИНСТРУМЕНТА (21) Номер заявки: a 20000307 (72) Авторы: Близнец Михаил Михайлович; (22) 2000.03.30 Мел...»

«Федеральный арбитражный суд Дальневосточного округа Постановление № Ф03-5188/2011 03.04.2012 Резолютивная часть постановления объявлена 27 марта 2012 года. Полный текст постановления изготовлен 03 апреля 2...»

«ВАЗОРАТИ МАОРИФ ВА ИЛМИ ЉУМЊУРИИ ТОЉИКИСТОН МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РЕСПУБЛИКИ ТАДЖИКИСТАН ДОНИШГОЊИ ДАВЛАТИИ ХУЉАНД БА НОМИ АКАДЕМИК БОБОЉОН FАФУРОВ ХУДЖАНДСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ ИМЕНИ АКАДЕМИКА БАБАДЖАНА ГАФУРОВА НОМАИ ДОНИШГОЊ силсилаи илмњои табиатшиносї ва иќтисодї УЧЁНЫЕ ЗАПИСКИ серия естественные и экономические наук...»

«1 МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования "ТЮМЕНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ" Институт Биологии Кафедра ботаники, биотехнологии и ландшафтно...»

«Самарская Лука: проблемы региональной и глобальной экологии. 2010. – Т. 19, № 2. – С. 122-150. УДК 582.29 ФЛОРИСТИЧЕСКОЕ РАЗНООБРАЗИЕ ОСОБО ЦЕННОГО КРАСНОСАМАРСКОГО ЛЕСНОГО МАССИВА САМАРСКОЙ ОБЛАСТИ: II. ЛИШАЙНИКИ © 2010 Е.С. Корчиков* Самарский государственный университет, г. Самара (Россия) Поступила 12 сентября 20...»

«ИННОВАЦИОННОЕ И УСТОЙЧИВОЕ РАЗВИТИЕ Туманова Е.А., к.э.н., и.о. доцента, 502.34+502.36 Униятова О.А., асистент, Национальная академия природоохранного и курортного строительства ПРИНЦИПЫ ОСУЩЕСТВЛЕНИЯ ЭКОЛОГИЧЕСКОГО СТРАХОВАНИЯ Экологическое страхование представляет собой сложную категорию, проявляющую свой...»

«А. А. Сычев. Экологическая справедливость: распределение, признание, участие 113 1. Allen D. Talking to Strangers: Anxieties of Citizenship since Brown v. Board of Education. Chicago, 2004.2. Azou...»

«Российская академия Наук уРальское отделеНие иНститут экологии РастеНий и животНых СОВЕТЫ МОЛОДОМУ УЧЕНОМУ методическое пособие для студентов, аспирантов, младших научных сотрудников и, может быть, не только для них Подготовлено к Всероссийской к...»

«УСТИНОВА АЛИСА СЕРГЕЕВНА РАЗРАБОТКА ТЕХНОЛОГИИ СБРАЖИВАНИЯ ВЫСОКОКОНЦЕНТРИРОВАННОГО СУСЛА ИЗ ЯЧМЕНЯ Специальность 05.18.07 – Биотехнология пищевых продуктов и биологических активных веществ АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата технических наук Санкт-Петербург Работа выполнена в ГОУ ВПО "Санкт-Петербургский национальный исследовательск...»

«коНфереНції, ювілеї УДК 636.4:061.31(091) герасимов в.и., профессор Харьковская государственная зооветеринарная академия сагло а.ф., кандидат биологических наук Институт свиноводства и агропромышленного производства НААН к истории проведеНия междуНародНЫх НаучНопроизводствеННЫх коНфереНций...»

«Проект ЭКОЛОГИЧЕСКИЙ КОДЕКС КЫРГЫЗСКОЙ РЕСПУБЛИКИ СОДЕРЖАНИЕ: ОБЩАЯ ЧАСТЬ Глава 1. Общие положения Глава 2. Компетенция государственных органов и органов местного самоуправления Кыргызской Республики в сфере экологических отно...»










 
2017 www.book.lib-i.ru - «Бесплатная электронная библиотека - электронные ресурсы»

Материалы этого сайта размещены для ознакомления, все права принадлежат их авторам.
Если Вы не согласны с тем, что Ваш материал размещён на этом сайте, пожалуйста, напишите нам, мы в течении 1-2 рабочих дней удалим его.